Гонадотропин хорионический как разводить: как разводить и колоть, пкт ~ Yetsbody.ru

как разводить и колоть, пкт ~ Yetsbody.ru

Фото: Хорионический гонадотропин

Хорионический гонадотропин является природным человеческим гормоном. По своему принципу воздействия он идентичен лютеинизирующему гормону. Данное вещество передает сигнал посредством гипофиза в яички о стимуляции производства тестостерона.

Если разбирать хорионический гонадотропин чем вырабатывается, то он производится в женской плаценте во время вынашивания ребенка. Его извлекают из мочи, очищают в лабораторных условиях и выпускают на рынок в виде порошка.

Как гонадотропин повышает тестостерон можно заметить уже на первых неделях использования препарата, но также ХГЧ значительно повышает качество семенной жидкости, способствует формированию вторичных половых признаков, причем это касается не только мужчин, но и женщин.

В нормальных условиях уровень данного гормона регулируется обратной взаимосвязью дуги гипоталамус/гипофиз/яички. Нехватка ХГЧ может привести к тому, что яички станут меньше в размере и утратится их функциональность.

При искусственном введении синтетического тестостерона и его аналогов, чем и являются анаболические и андрогенные стероиды, дуге подается сигнал, что больше не требуется выработка тестостерона, из-за чего половые мужские железы утрачивают свою прямую функцию.

Для чего используется хгч в спорте

Фото: Хорионический гонадотропин

Многие спортсмены уже успели выяснить, как гонадотропин влияет на мужчин. В спорте, в частности бодибилдинге, его применяют для устранения атрофии яичек. Именно это является основным предназначение гормона в бодибилдинге.

Не слишком опытные атлеты, которые однозначно не знают что такое гонадотропин хорионический, применяют его для наращивания мышечной массы в сочетании с прочими средствами. Основное свойство препарата стимулировать производство основного мужского полового гормона, является причиной подключения препарата на курсе анаболических и андрогенных стероидов.

ХГЧ также используется спортсменами на курсе «сушки» для удержания мышечных объемов при соблюдении спортивной диеты с низкой калорийностью. Применение гонадотропина в анаболических целях нецелесообразно.

Такое использование гормона может вызвать серьезные проблемы со здоровьем. Данный препарат в значительной мере меньше стимулирует производство тестостерона, чем при применении стероидных веществ, и вероятность проявления побочных эффектов существенно выше.

Основное преимущество и цель использования хорионического гонадотропина во время прохождения курса стероидов – профилактика тестикулярной атрофии. К основным положительным свойствам гонадотропина можно отнести следующие эффекты:

  • ускоряет выработку в яичках половых гормонов, поэтому для гонадотропина характерен тот же перечень эффектов, как и для природного тестостерона;
  • стимулирует процесс формирования и созревания сперматозоидов;
  • способствует более выраженному развитию половых вторичных признаков и половых органов;
  • стимулирует овуляцию, способствует поддержанию развития плаценты.

Во время применения хорионического гонадотропина для профилактики уменьшения размеров яичек, дозировки препарата значительно меньше, нежели необходимо активного вещества для достижения анаболического эффекта. В результате, препарат приносит исключительную пользу с минимальным риском для здоровья.

Также данное вещество имеет свойство уменьшать нежелательные реакции от использования стероидов. Если курс применения анаболических и андрогенных стероидов длиться слишком долго, то ХГЧ просто необходим для устранения утраты работоспособности дуги гипоталамус-гипофиз-яички. Использовать гонадотропин на пкт специалисты не рекомендуют, его подключают преимущественно на курсе.

Как правильно подготавливать раствор и хранить гонадотропин

Довольно актуальным является вопрос — гонадотропин хорионический как разводить, поскольку он продается в виде лиофилизированного порошка – спрессованного рассыпчатого вещества белого цвета, которое фасуется в виалы из стекла, вмещаемые 5 мл, которые могут содержать по 10 000, 5 000, 1 500, 1 000, 500 МЕ активного компонента.

Также в пачке находятся ампулки со специализированной водой – специальная очищенная жидкость для уколов или же раствор с натрием хлоридом. Разводить гормон рекомендовано незадолго до того как колоть гонадотропин хорионический, в несколько шагов описанных ниже:

  • не вскрывая сам стеклянный флакон с порошком, снять защитный колпачок из пластика;
  • для дезинфекции протрите резиновую пробку флакона ватным тампоном, смоченном в спирте;
  • наберите в шприц для инъекций нужное количество растворителя, как указано в инструкции, для разведения порошка;
  • по стенке флакона, аккуратно введите раствор в емкость с порошком.

Разведенный гонадотропин не нужно энергично колотить или трусить, поскольку подобные манипуляции могут снизить эффективность ХГЧ, нарушив его структуру. Также следует сказать пару слов о том, как хранить хорионический гонадотропин.

Оставшийся после введения инъекции раствор можно поместить в холодильник, отделив от продуктов питания. Раствор может храниться 3-4 суток, в дальнейшем со временем действенность препарата будет уменьшаться, а спустя две недели раствор может и вовсе утрать все свои положительные свойства.

Порошок может храниться с темном и сухом месте, где температура не превышает 25+ градусов Цельсия, а оставшуюся воду для инъекций можно положить в холодильник.

Фото: Хорионический гонадотропин

Как использовать хгч

Многие начинающие спортсмены задаются вопросом — принимать гонадотропин на курсе или после. Зачастую он используется во время прохождения курса анаболических и андрогенных стероидов для предотвращения тестикулярной атрофии.

Применять хорионический гонадотропин во время послекурсовой терапии нежелательно, поскольку это может затормозить процесс восстановления организма после курса ААС.

Все же, некоторые представители спортивных дисциплин задумываются, как колоть гонадотропин после курса во время пкт по завершению продолжительных и тяжелых курсов анаболических препаратов, однако это осуществляется в том случае, если ХГЧ не кололся на курсе.

Гонадотропин подключается в том случае, если курс планируется больше 6 недели или на нем присутствует сразу несколько препаратов. Колоть ХГЧ необходимо, начиная со второй-четвертой недели курса. Инъекции осуществляются дважды в неделю в дозировке по 250-500 МЕ.

Стоит заметить, что применение препарата заканчивается не после завершающей курс инъекции стероида, а когда окончиться период полураспада. Также следует разобрать, как делать инъекции гонадотропина, уколы вводятся исключительно внутримышечно или подкожно.

Как указывают оставленные на препарат гонадотропин отзывы от спортсменов. Данный гормон позволяет наладить функционирование дуги на курсе сильнодействующих стероидов и восстановить производство тестостерона. Если судить о негативных эффектах, то они встречаются крайне редко при соблюдении правильных дозировок и оптимальной длительности приема.

инструкция по применению, аналоги, состав, показания

Лечение гонадотропинами должно проводиться только врачом-специалистом, имеющим опыт диагностирования и лечения проблем бесплодия. Лечение должно начинаться только тогда, когда другие варианты бесплодия исключены (механическое, иммунное, андрогенное).

Хориомон применяется только с момента наступления половой зрелости, так как до полового созревания препарат может произвести нежелательную стимуляцию яичников. С другой стороны, после менопаузы яичники более нечувствительны к гонадотропинам. До начала лечения чМГ(ФСГ)/ХГЧ пациентка должна пройти гинекологическое и эндокринологическое обследование. Фертильность партнера должна быть проверена, и как пациентка, так и ее партнер должны быть проинформированы о риске гиперстимуляции яичников, а также о риске наступления множественной беременности или самопроизвольного аборта. Также проверяются функции половых органов у партнера. Лечение должно производиться в специально оборудованной больнице. Гиперстимуляция яичников случается в 5-6% случаев у пациенток, принимавших гонадотропные гормоны, обычно на 7-10 день после приема ХГЧ. Риск возникновения гиперстимуляции высок у пациенток с поликистозными яичниками (хроническая гиперандрогенная ановуляция). Разница между приемлемой терапевтической дозой и гиперстимуляцией очень мала. Для того чтобы сократить риск гиперстимуляции, пациентка должна проходить клиническое и эндокринологическое обследование минимум каждые 2 дня во время лечения и в течение 2-х недель после окончания лечения.

Риск гиперстимуляции яичников увеличивается у ановуляторных пациентов, если уровень эстрадиола в плазме выше 1500 пг/мл (5400 пмоль/л), или присутствуют более, чем 3 фолликула диаметром ≥ 14 мм. Риск гиперстимуляции яичников во время подготовки к искусственному оплодотворению повышается, если уровень эстрадиола в плазме выше 3500 пг/мл (12 800 пмоль / л) или присутствует более 20 фолликулов с диаметром ≥ 12 мм. В этих случаях следует прекратить введение чМГ или ФСГ, и не вводить ХГЧ. Так как риск гиперстимуляции яичников выше во время беременности, ановуляторным пациентам, получающим гормональную стимуляцию следует рекомендовать воздерживаться от половых контактов.

Лечение чМГ (или ФСГ) должно быть немедленно прекращено: в случае если концентрация гормонов демонстрирует избыточную реакцию эстрогенов: более 5500 пг/мл (20 200 пмоль/л) и общее количество фолликулов составляет 40 или более.

Гиперстимуляция яичников характеризуется значительной сосудистой проницаемостью, которая способствует быстрому накоплению жидкости в брюшной полости, в грудной клетке и перикарде. В большинстве случаев она проявляется на 5-10 день после приема ХГЧ. Существует три степени тяжести: легкая, средняя, тяжелая. В случае легкой степени гиперстимуляции (1 степень), сопровождаемой незначительным увеличением яичников (от 5 до 7 см), а также повышенной секрецией гормонов и болях в животе, лечение необязательно, но пациентка должна быть проинформирована и оставаться под строгим контролем. В случае умеренной гиперстимуляции яичников (2 степень) с образованием кист (яичники увеличиваются до 8-10 см), а также болях в животе, тошноте и рвоте рекомендуется проводить клиническое обследование и симптоматическое лечение. В случае сгущения крови проводится внутривенная замена плазмы. Тяжелая гиперстимуляция (3 степень, частота возникновения 12 см), а также асцитом, гидротораксом, значительной релаксацией абдоминальных мышц, болью в животе, одышкой, задержкой солей, сгущением крови, повышенной вязкостью крови и агрегацией тромбоцитов. Все эти факторы угрожают жизни пациентки и требуют лечения в условиях стационара до восстановления жизненных показателей, нормализации объема плазмы, почечной перфузии и баланса электролитов. Кисты в яичниках могут образовываться у пациенток, страдающих аменореей вследствие синдрома Штейна-Левенталя. В связи с этим возникают боли различной степени тяжести, что требует прекращения лечения. Множественная беременность возникает в 20% случаев лечения гонадотропинами. В большинстве случаев в результате множественного оплодотворения рождаются близнецы. Риск множественной беременности в период помощи по воспроизведению потомства связан с количеством перемещенных эмбриональных ооцитов. Риск самопроизвольного аборта выше, чем при нормальной беременности, однако он сравним с риском, наблюдаемым у женщин с фертильными проблемами. Риск наступления внематочной беременности выше, особенно у пациенток с патологией труб в анамнезе.

У мужчин

У пациентов, страдающих синдромом Клайнфельтера, при котором повышается выделение гонадотропинов, лечение Хориомоном не даст результата.

Во время лечения гипогонадизма и гипогонадотропного евнухоидизма, особенно у молодых пациентов, должны проводиться клинические и эндокринологические обследования для предупреждения чрезмерного развития половых желез. Следует соблюдать осторожность при лечении мальчиков препубертатного возраста во избежание преждевременного закрытия эпифиза и преждевременного полового развития. Если появляются признаки преждевременного полового созревания, лечение должно быть прекращено.

Необходимо контролировать уровень тестостерона на протяжении всего курса лечения для корректировки дозы ХГЧ для того, чтобы избежать потенциальной десенсибилизации клеток Лейдига.

Хориомон в высоких дозах может вызвать задержку воды у мужчин. Следовательно, рекомендуется применять с осторожностью пациентам с сердечной недостаточностью (латентной или явной), почечной недостаточностью, артериальной гипертензией, эпилепсией, мигренью (в том числе в анамнезе), или астмой. У таких больных Хориомон должен применяться под тщательным наблюдением и в уменьшенных дозах.

Иногда длительный прием ХГЧ может привести к развитию анти-ХЧГ-антител, которые будут ухудшать результат лечения.

У мальчиков

В ряде исследований у пациентов с предшествующей историей безуспешного лечения ХГЧ, биопсия яичек показала более высокую скорость апоптоза сперматогониев по сравнению с мальчиками, страдающими крипторхизмом, которым ранее гормоны не вводились.

Инструкция по применению в бодибилдинге

Инъекции гонадотропина. Как колоть Гонадотропин ?

Многие начинающие атлеты, которые так сказать “изучают
матчасть”, знают, что на длительных или тяжёлых курсах, либо и то и
другое вместе взятое, необходимо обязательно применять Гонадотропин.

Если вы все еще не знаете зачем, когда и в каких дозировках, гонадотропин, то прочитайте по ссылке.

Если вы купили гонадотропин в нашем магазине и не знаете как его колоть, то эта инструкция для вас. :

Что содержится в упаковке гонадотропина :

  1. Ампула с порошком

  2. Ампула с растворителем —  водой для инъекций.

Что нужно что бы приготовить раствор для укола :

  1. Инсулиновый шприц с длинной иголкой на 1 мл. (1 кубик)

  2. Обычный шприц 2-5 мл.

  3. Ватные тампоны

  4. Спирт

Последовательность действий.

Для начала помойте руки с мылом и протрите ватным тампоном горлышка ампул.

  1. Распакуйте большой шприц

  2. Постучите по верхней части ампул, что бы жидкость (части порошка) опустились в основную часть

  3. Гонадотропин поставляется в ампулах европейского образца.
    Ничего пилить, как в большинстве наших ампул, не нужно. Горлышко ампулы
    легко отламывается. На горлышке ампул вы увидите точки. Обхватите ампулу
    так, что бы большой палец ложился именно на эту точку, а указательный
    обхватывал ампулу снизу. Усилием направленным вниз, отломите горлышко.

  4. Возьмите большой шприц. Наберите воду для инъекций.

  5. Медленно, что бы не образовалось пены, по стенке ампулы с порошком введите воду в ампулу.

  6. Возьмите инсулиновый шприц.

  7. Наклоняйте ампулу с раствором, так, что бы игла инсулинки
    постоянно была в растворе, по мере того, как вы будете забирать
    жидкость.

Куда колоть гонадотропин.

Готовый раствор гонадотропина содержит 5000 м.е. ХГЧ.
Рассчитывать дозировку очень просто. Шприц у нас на 1куб.  —  10
единиц.   5000 разделяем на 10, получаем 500.  Итого в 1 единице
содержится 500 м. е. ХГЧ.  Если нам надо вколоть 1000 м.е. ставим 2
деления шприца.

Укол необходимо делать в жировую прослойку, примерно “отступив” 5 см от пупка.

Место укола можно не менять. Перед уколом протрите поверхность кожи ватным тампоном смоченным спиртом.

Возьмите двумя пальцами жировую прослойку (кожу) и оттяните
её. Поднесите шприц примерно под углом 45 к коже. Сделайте резкий
прокол. Введите необходимое количество единиц препарата.

Храните шприц с хорионическим гонадотропином в верхней боковой нише в дверце холодильника. Инъекции выполняются без замены иглы.

Готовый раствор ХГЧ без потери свойств может хранится 14 дней.

Гонадотропин хорионический на и после курса стероидов

Выработка естественного хорионического гонадотропина происходит в организме беременной женщины. Гормон также известен под названием HCG. Вещество, кроме всего прочего, производят синтетическим путём. Таким образом успешно лечат патологии задержки полового развития. Ещё одна широкая сфера применения синтезированного гонадотропина — бодибилдинг. Задача вещества — восстановить репродуктивную систему мужчины и провести профилактику атрофии яичников после курса стероидов. Дополнительные преимущества от использования HCG: сохраняется набранная мышечная масса, сжигается лишний жир, вторичные половые признаки проявляются лучше, чем раньше.

Эффекты гонадотропина хорионического на курсе стероидов

Когда вещество попадает в организм, его действие характеризуется как лютеинизирующий гормон (ЛГ). Он влияет на следующие факторы:

  1. Сперматозоиды быстро дозревают и вырабатываются;
  2. Половые гормоны в тестикулах производятся гораздо лучше;
  3. Репродуктивные органы растут;
  4. Развиваются вторичные половые признаки.

Что касается женского организма: под действием гонадотропина запускается процесс овуляции, и в дальнейшем способствует синтезу прогестерона и правильному формирования плаценты.

Спортсмен, который в стероидный курс включает этот гормон, должен понимать — под большим количеством хорионического гонадотропина в организме происходят необратимые изменения. Вводить нужно строго определённое количество вещества, не увеличивая его ни в коем случае. Если же речь идёт об умеренном количестве препарата, негативных последствий не произойдёт.

Многие спортсмены отмечают существенное преимущество гонадотропина — сжигание лишнего жира. Если применять гормон в малых дозировках до 125 МЕ в сутки и соблюдать низкокалорийную диету, процесс похудения будет весьма эффективным. Секрет в том, что под действием препарата происходит программирование на расщепление жировых клеток гипоталамусом. Бодибилдеры могут не переживать — мышечная масса при этом не уменьшится. Это особенно хорошо в процессе подготовки к важным соревнованиям. Чтобы курс действовал на организм как можно лучше, принимайте в пищу много белковой и богатой витаминами продукцию.

Побочные эффекты и противопоказания гонадотропина

  1. На лице и теле могут появиться густые и толстые волосы. Интересно то, что есть и обратный эффект — склонные к облысению мужчины теряют растительность быстрее;
  2. Вероятность непроизвольной эрекции;
  3. Повышается сексуальная активность.

При высоких дозировках:

  1. Задержка жидкости в тканях организма;
  2. Кожные высыпания;
  3. Увеличивается предстательная железа, грудные железы.

Если атлет замечает, что появились побочки, продолжать курс настоятельно не рекомендуется. В некоторых случаях может помочь уменьшение дозировки.

Поскольку синтетический гормон является медикаментом, важно обращать внимание на список противопоказаний:

  1. Тромбофлебит;
  2. Новообразования, задевающие половые железы и гипофиз;
  3. Воспаление репродуктивной системы.

Если вы не уверены, можно ли принимать хорионический гонадотропин, обязательно проконсультируйтесь со специалистом.

Зачем на курсе стероидов нужен гонадотропин?

Когда спортсмен заканчивает курс стероидов, он может столкнуться с распространёнными проблемами:

  • Падает либидо;
  • Снижаются силовые показатели;
  • Теряется определённый процент мышц, набранных за курс;
  • Физический тонус ухудшается.

Если же включить в основной курс приём указанного нами гормона, неприятные побочки не возникнут.

При особо долгом курсе стероидов уменьшается объём яичек, они могут атрофироваться. Происходит это потому, что естественный лютеинизирующий гормон производится организмом в меньшей степени. В этом случае рекомендуется рассчитать нужное количество ХГЧ и ввести его в основной курс. Гонадотропин нужен обязательно, если стероидный курс длится более полутора месяцев или в случае применения больших дозировок.

Обычно между курсом стероидов и послекурсовой терапии есть временной промежуток. В него нужно включить гонадотропин. Принимайте гормон до проведения ПКТ. Так организм сможет принять нужные вещества и впоследствии полноценно и успешно восстановиться.

Можно ли использовать вещество вместо анаболика?

Заменять стероиды хорионическим гонадотропином не рекомендуется, поскольку это может привести к проблемам со здоровьем. Если сравнивать анаболические препараты и синтетические гормоны, последние не приведут к необходимому спортсмену объёму мышц. HCG не сможет существенно улучшить спортивные показатели.

Теоретически, указанных выше целей можно добиться повышением дозировки вещества до 5000 МЕ каждый день. Представляете, какое это огромное количество? Организм точно не скажет спасибо — в скором времени обязательно появятся необратимые последствия оси гипоталамуса-гипофиза-яичек. Также возникнут всевозможные побочки.

Гонадотропин после курса стероидов: как принимать?

Отмечается накопительный эффект гонадотропина. Он показывает себя спустя полмесяца после первого введения. Максимум наступает через месяц.

Дозировка частая и небольшая. Это необходимо, поскольку половые клетки делятся в течение трех дней. На третий день вещество действует меньше, и запас гормона следует пополнить. Вводите препарат подкожным или внутримышечным способом.

Анаболический цикл прямым образом воздействует на длительность введения гонадотропина. Есть две распространённые схемы:

1. Продолжительность курса стероидов составляет 6-10 недель. Гормон вводят за месяц до окончания стероидного курса. Дозировка: 1000 МЕ раз в 4 суток. Последняя инъекция — пятая;

2. Продолжительность курса стероидов более 10 недель. Начинайте вводить ХГЧ на пятую неделю — часто и понемногу.

Как подготавливать препарат

Хорионический гонадотропин представляет собой белый порошок, который нужно развести в ампуле. Не разводите сразу много препарата — продолжительность «жизни» вещества малая. За раз максимум делайте две дозировки. Готовые инъекции храните в холодильнике — так вещество сохранит свои свойства. Заранее сходите в аптеку и купите растворитель.

Пример:

Ампулу с количеством вещества 5000 МЕ делите на пять дозировок по 1000 МЕ. Два раза в неделю вводите препарат по 500 МЕ.

Не важно, какой объём. Последовательно его делите на дозировки и вводите в нужное время. Разбавляйте препарат с помощью хлорида натрия.

Возможные схемы

1. Курс стероидов 6-10 недель

Вводите гонадотропин за месяц до окончания основного курса. Оптимальная дозировка — 1000 МЕ раз в 4 дня. Достаточно пяти инъекций.

2. Курс более 10 недель

Если курс стероидов длительный, вводите гонадотропин циклами по 5 недель. Между ними делайте перерыв в полмесяца.

быстро накачаться Сделано просто – даже ваши дети могут это сделать

Одним из главных преимуществ препарата, которое делает его таким востребованным в спорте, является быстрый эффект. Максимальная концентрация активного компонента в организме атлета наступает спустя часа после принятия таблетки. Кроме того, данное средство отличная замена метану и деке в комплексе с тестостероном. Но следует помнить, что вместе с Нандролоном его помещать нельзя. Ребята, все возможно и без фармы, ведь рынок спортивного питания предлагает массу продуктов, схожих по действию с популярными вариантами фармакологии. Но при этом они не имеют такого количества и серьезности побочных эффектов. Дозировка Туринабола должна состояться с учетом следующих особенностей. Если нуждаться повысить мышечную выносливость, песенка спета злоупотреблять от ти и до ка мг. Oxyndrol, таб, мг/таб Оксиндрол. Bacteriostatic Water, мл Бактериостатическая вода. Сегодня, компания GenSci является крупнейшим в Азии производителем биосинтетического гормона и имеет производственный цех площадью в до некоторой степени тысяч квадратных метров. До года джинтропин производился в виде порошка, который нуждаться разводить, чтобы ввести инъекцию. Причиной принятия таких решений является его правоспособность к увеличению выработки тестостерона. Кроме того, практикуется использование данного вещества при проведении «сушки», чтобы сохранить массу мышц при недостатке калорий в рационе. Постоянные тренировки играют большую роль в формировании красивого тела. Без физических нагрузок не по плечу сформировать желаемые мышцы.

Особенности Станозолола Соло

Уменьшено угнетение эстрогеном оси гипофиз гипоталамус яички. Средство популярно для ПКТ в период восстановления. Повышает эффективность приема стероидных гормонов соло или комбинации. Способствует естественному синтезу тестостеронадаже при приеме стероидов андрогенов. Уменьшено угнетение эстрогеном оси гипофиз гипоталамус яички. Средство популярно для ПКТ в период восстановления. Так что, ЕЩЕ РАЗ, убедитесь, что у вас готов фундамент для дальнейшего роста. Если же вы упрямы и при любых раскладах будете курсить, то вам нужно отойти от такого понятия, как неудача в сверхвесах, даже если вы себя чувствуете, в данный момент, как чемпион. Анаболические стероиды являются очень эффективными для увеличения физической активности и роста мышц. Также очень распространено использование стероидов в медицинских целях. Термин «андрогенно анаболические стероиды» представляется наиболее объективным. Несмотря на определенные отличие в химической структуре, молекулы различных анаболических стероидов проявляют как анаболический, так и андрогенный эффект. Нет никакой нужды покупать всё в притык, а когда припечет, то не знать что делать и куда деваться. Что же касается ХГЧ, то он обязателен, если вы дорожите своим восстановлением. Ребята, все возможно и без фармы, ведь рынок спортивного питания предлагает массу продуктов, схожих по действию с популярными вариантами фармакологии. Но при этом они не имеют такого количества и серьезности побочных эффектов. В бодибилдинге применение хорионического гонадотропина является оправданным и даже необходимым во время курса анаболических стероидов для профилактики атрофии яичек. В этом случае, его использование безопасно, так как дозы препарата гораздо ниже, кроме того хорионический гонадотропин позволяет устранить некоторые побочные эффекты анаболических стероидов, а также сохранить набранную мышечную массу.

Препараты на основе болденона ундесилената

В арсенале каждого профессионально тренирующегося бодибилдера должен быть известный набор препаратов. К ним относятсяминерально витаминные комплексы гормональные средства и другие. Клинически доказана его безопасность при соблюдении правил приема, и число отрицательных отзывов от пациентов невелико. В ряде стран ограничено его использование в строго определенных целях — например, при гормональной коррекции во время лечения бесплодия — но в остальном препарат одобрен и врачами, и пациентами. Please turn JavaScript on and reload the page. Checking your browser before accessing the website. Анаболические стероиды являются очень эффективными для увеличения физической активности и роста мышц. Также очень распространено использование стероидов в медицинских целях. Болденон Дешево Новокуйбышевск. Ferring Gmbh Сравнить Цены Вольск. Oxyndrol, таб, мг/таб Оксиндрол. Bacteriostatic Water, мл Бактериостатическая вода. Стероиды для набора мышечной массы помогут безболезненно и без вреда организму набрать вес, вправильном применении. Препарат колют раз в неделю внутримышечно – в область ягодиц. Важно помнить, что перед приемом любого препарата требуется проконсультироваться со спортивным врачом. Всем спасибо за внимание, до скорого.

SUSTAGED (микс тестостеронов) от EPF Premium

Стероидный курс с комплексной активностью анаболическая плюс андрогенная повышает свою эффективность вместе с Летрозолом. Опытные бодибилдеры и специалисты рекомендуют пить Летрозол на курсе в количестве от одного до трех миллиграмм в сутки. В результате тестостерон начал снижаться и через день достиг того значения, которое было до укола. Если делать каждый день уколы гонадотропина в дозировках МЕ, то подъем уровня эстрадиола вообще не будет быть. Практически все клинически значимые побочные эффекты возникают на фоне неправильно подобранной дозировки. Практика доказывает: летрозол в спорте показывает наилучшие результаты при условии регулярного контроля уровня эстрогенов крови. Прогрессирующая мышечная дистрофия Дюшенна. Псевдогипертрофическая мышечная дистрофия Дюшенна. Пожалуй, наиболее важные для любого мужчины качества. Правда происходит это не всегда. S болда собираюсь ставить по на протяжении всего курсаможно почему нет, хорошая дозировка. Или после недели взятьчто бы рельефа придать не много не плохо же будет. Нажимая кнопку «Подписаться», я соглашаюсь с. Политикой конфиденциальности данных. Страна производителяесть при заказе от ампул сухое и темное место t°

Share on other sites

ХГГ вообще уникален благодаря своему двухфазовому воздействию. Первый пик подъема уровня плазматестостерона в крови начинается примерно через два часа после инъекции ХГГ, а второй почти через часов. При миопатиях могут быть установлены индивидуальные дозы. При тяжелой почечной недостаточности — мг еженедельно. Его берут на курсы для быстрого. Он отлично сочетается с инъекционными стероидами, чаще всего используется на курсе недельной длительности. А извлекать им или делать по своему сам решай. Тебе опытные люди советуют слушай их. Стероидный курс с комплексной активностью анаболическая плюс андрогенная повышает свою эффективность вместе с Летрозолом. Опытные бодибилдеры и специалисты рекомендуют пить Летрозол на курсе в количестве от одного до трех миллиграмм в сутки.

Жиросжигатели

Повышает и силу, помогает нарастить мышечную массу. Не влияет на потенцию, что немаловажно. Частота инъекций при таком варианте – один раз в два дня с длительностью три недели. Как помещать Гонадотропин при «вечном курсе. Хотя ради справедливости заметим, что он и сам по себе переставать быстро и эффективно берется за дело: максимальное суть активного вещества наблюдается уже в течение первых нескольких часов после приема. Также обратим ваше внимание на тот факт, что прием этого антиэстрогена в течение всего суток позволяет ему окончательно проявить свои и эффекты, а значит и оказать на организм атлета необходимое влияние. Один из проверенных препаратов, применяемых при заместительной гормональной терапии. Является синтетическим аналогом тестостерона. Итак, вы провели свое собственное эксперимент и решили, что готовы стать на тропу тёмной стороны. Однако, позвольте мне рассказать вам о степени вашей готовности, потому что она может показаться иллюзорными. Однако нам важно знать, как работает тамоксифен в спорте, где и цели стоят совсем другие, и режим применения весь иной. Применение стероидов повышает уровень мужских половых гормонов, в ответ на это организм https://steroidsshop-ua.05136.com.ua/?page-products=9&per-page=5 пытается сохранить привычный гормональный баланс и активизирует пища тестостерона в эстрогены — женские половые гормоны. Как правильно давать курс Болденона. Данный курс соло хорошо подходит для новичков и спортсменов любителей, а особенно тех, которые еще только начинают знакомство с анаболическими стероидами и не хотят извлекать оральные препараты.

Инъецирование рыб (уколы рыбам) для стимуляции созревания половых клеток, гонадотропные гормоны, гипофиз вьюна леща карпа сазана, применение, порошок, хориогонин, нерестин-2, инъекция, шприц, доза, разведение рыб

Инъецирование рыб делают в целях стимуляции созревания половых клеток с помощью гонадотропных гормонов.

Гонадотропными препаратами обычно служат ацетонированные для длительного хранения (обычно до 2 лет) и высушенные гипофизы (нижний придаток мозга) вьюна, леща, карпа, сазана и других рыб. Перед применением препарат растирают в порошок в фарфоровой ступке и затем добавляют дистиллированную воду до получения жидкой суспензии.

Для многих видов рыб применяют хориогонин (хорионический гонадотропин), полученный от млекопитающих, выпускаемый в виде порошка в закрытом флаконе, к которому прилагается ампула с растворителем. 1 единица действия (1 ед) соответствует 0,1 мг порошка.

Места для инъекций у рыб

Существует препарат «Нерестин-2», который для удобства дозировки при инъецирование мелких рыб разводят 0,9%-ным раствором хлористого натрия. Этот препарат можно вводить безинъекционно, добавляя содержимое пробирки с препаратом (1,5 мл) к слегка высушенному живому корму (мотыль, трубочник) объемом 5 мл. После перемешивания смесь через 5 мин скармливают рыбам и повторяют операцию через сутки.

Инъекцию производят шприцем (обычно 0,5-1 мл) с тонкой иглой. Рыбу вынимают из воды и держат во влажной вате, иглу вводят под острым углом под чешую в мышцы спины в первой трети тела ниже спинного плавника, на уровне его первых лучей или в брюшную полость в районе брюшного плавника. После острожного удаления иглы место укола зажимают пальцем и слегка массируют, чтобы предотвратить вытекание суспензии.

Доза зависит от многих факторов и для каждого вида подбирается экспериментально. На нее влияют размер рыбы, ее чувствительность к препарату, подготовленность к нересту, температура воды и другие факторы.

Самке обычно делают две инъекции, сначала предварительную (0,1-0,5 дозы от разрешающей) и затем через 6-24 часов разрешающую. Самцу — чаще всего только одну разрешающую вместе с самкой.

Сандостатин раствор для инъекций, внутривенно, подкожно 0,1мг/мл 1мл ампулы №5 (Октреотид)

При акромегалии первоначально препарат вводят по 50-100 мкг п/к с интервалами 8 или 12 ч. Дальнейшая коррекция дозы должна быть основана на ежемесячных определениях концентрации ГР и ИФР-1 в крови (целевая концентрация: ГР

Особые указания: При опухолях гипофиза, секретирующих ГР, необходимо тщательное наблюдение за больными, получающими Сандостатин, т.к. возможно увеличение размеров опухолей с развитием такого серьезного осложнения, как сужение полей зрения. В этих случаях следует рассмотреть необходимость применения других методов лечения.
В случае развития брадикардии на фоне применения Сандостатина, необходимо снизить дозы бета-адреноблокаторов, блокаторов кальциевых каналов или препаратов, влияющих на водно-электролитный баланс.
У некоторых пациентов октреотид может изменять абсорбцию жиров в кишечнике. На фоне применения октреотида отмечалось снижение содержания цианокобаламина (витамина В12) и отклонения от нормы показателей теста всасывания цианокобаламина (тест Шиллинга).
При применении Сандостатина у пациентов с дефицитом витамина В12 в анамнезе рекомендуется контролировать содержание цианокобаламина в организме.
Рекомендации по ведению больных во время лечения Сандостатином в отношении образования камней желчного пузыря
1. До назначения Сандостатина больные должны пройти исходное ультразвуковое исследование желчного пузыря.
2. Во время лечения Сандостатином следует проводить повторные ультразвуковые исследования желчного пузыря, предпочтительно, с интервалами 6-12 месяцев.
3. Если камни желчного пузыря обнаружены еще до начала лечения, необходимо оценить потенциальные преимущества терапии Сандостатином по сравнению с возможным риском, связанным с их наличием. Данных о каком-либо отрицательном влиянии Сандостатина на течение или прогноз уже имеющейся желчнокаменной болезни нет.
4. Ведение больных, у которых камни желчного пузыря образуются в процессе лечения Сандостатином.
а) Бессимптомные камни желчного пузыря.
Применение Сандостатина можно прекратить или продолжить — в соответствии с оценкой соотношения польза/риск. В любом случае нет необходимости предпринимать что-либо, кроме продолжения наблюдения, при необходимости сделав его более частым.
б) Камни желчного пузыря с клинической симптоматикой.
Применение Сандостатина можно прекратить или продолжить — в соответствии с оценкой соотношения польза/риск. В любом случае больного следует лечить так же, как и в других случаях желчнокаменной болезни с клиническими проявлениями. Медикаментозное лечение включает применение комбинаций препаратов желчных кислот (например, хенодезоксихолевая кислота в дозе 7.5 мг/кг в сутки в сочетании с урсодезоксихолевой кислотой в той же дозе) под ультразвуковым контролем — до полного исчезновения камней.
При лечении эндокринных опухолей ЖКТ и поджелудочной железы Сандостатином в редких случаях может наступить внезапный рецидив симптомов заболевания. У больных с инсулиномами на фоне лечения октреотидом может отмечаться увеличение выраженности и продолжительности гипогликемии (это связано с более выраженным подавляющим влиянием на секрецию ГР и глюкагона, чем на секрецию инсулина, а также с меньшей длительностью ингибирующего воздействия на секрецию инсулина). Следует обеспечить тщательное регулярное наблюдение за этими больными как в начале лечения Сандостатином, так и при каждом изменении дозы препарата. Существенные колебания концентрации глюкозы в крови можно попытаться снизить путем более частого введения Сандостатина в меньших дозах. У больных сахарным диабетом типа 1 Сандостатин может снижать потребность в инсулине. У больных без сахарного диабета и с сахарным диабетом типа 2 при частично сохранной секреции инсулина введение Сандостатина может приводить к постпрандиальной гипергликемии. При применении Сандостатина у пациентов с сахарным диабетом рекомендуется проводить контроль концентрации глюкозы в крови и противодиабетическую терапию.
Поскольку после кровотечений из варикозно расширенных вен пищевода и желудка повышен риск развития сахарного диабета типа 1, а у больных, страдающих сахарным диабетом, также возможны изменения потребности в инсулине; в этих случаях необходим систематический контроль концентрации глюкозы в крови.
Необходима коррекция режима дозирования одновременно применяемых диуретиков, бета-адреноблокаторов, блокаторов медленных кальциевых каналов, инсулина, пероральных гипогликемических средств, глюкагона.
Влияние на способность к вождению автотранспорта и управлению механизмами
Данные о влиянии Сандостатина на способность к вождению автотранспорта и работе с механизмами отсутствуют.

Условия и сроки хранения
Препарат следует хранить в недоступном для детей месте, в оригинальной упаковке, в холодильнике, при температуре от 2° до 8°С; не замораживать, предохранять от воздействия света. Срок годности — 3 года.





Взаимодействие с другими препаратами: Сандостатин уменьшает всасывание циклоспорина и замедляет всасывание циметидина.
Сочетанное применение октреотида и бромокриптина увеличивает биодоступность бромокриптина.
Имеются данные о том, что аналоги соматостатина могут уменьшать метаболический клиренс веществ, метаболизирующихся с участием изоферментов системы цитохрома Р450, что может быть обусловлено подавлением ГР. Поскольку нельзя исключить, что октреотид может также обладать этим эффектом, следует соблюдать осторожность при назначении препаратов, метаболизирующихся изоферментом CYP3A4 и имеющих узкий диапазон терапевтических концентраций (например, хинидин, терфенадин).

Побочные эффекты: Основными нежелательными явлениями, отмечавшимися при применении Сандостатина, были реакции в месте инъекции препарата и реакции со стороны ЖКТ.
Наиболее часто при применении Сандостатина наблюдались диарея, боль в животе, метеоризм, боль или раздражение в месте инъекции препарата.
Преходящие нарушения со стороны ЖКТ отмечались у 10% пациентов и обычно проходили при продолжении терапии препаратом.
Определение частоты развития нежелательных реакций: очень часто (>1/10), часто (>1/100, 1/1000, 1/10 000,

Контроль овуляции

Контроль овуляции

Индукция овуляции в точное время может быть преимуществом
по следующим причинам:

  • обеспечивает овуляцию в течение 36-48 часов после спаривания с жеребцами
    с нормальной фертильностью и тем самым предотвратить повторное выведение
  • Запись на прием кобыл, переведенных на жеребцов
  • Обеспечивает однократное осеменение проблемной кобылы
  • обеспечить овуляцию ближе к моменту искусственного оплодотворения
    охлажденной транспортируемой или замороженной спермы или для кобыл, спариваемых с жеребцами
    с низкой фертильностью, связанной с плохой продолжительностью жизни сперматозоидов
  • отдельных осеменений при большом количестве кобыл
    в течку одновременно.

ЛГ-подобный гормон, ХГЧ (хорионический гонадотропин человека), представляет собой
используется, чтобы вызвать овуляцию (от 2500 до 3000 МЕ, 4 доллара США за дозу оптом). Графики
ниже показано, когда следует назначать ХГЧ. Графики основаны на отеке матки.
(жидкость в ткани матки, увеличение количества баллов ведет к увеличению отека) как
по оценке УЗИ, наступает день стоячей течки (SH), фолликулярная
размер и день овуляции (OVD). Чтобы быть эффективной, кобыла должна иметь
фолликул> 35 мм и хороший отек матки (обычно на 3 или 4 день).В
время от введения ХГЧ до овуляции составляет 36-44 часа, если эти условия
присутствует, как показано в нормальном цикле. Кобыл следует разводить со свежей или охлажденной спермой.
24 часа после инъекции ХГЧ. С охлажденной спермой кобылу можно перебрать через 36-40 часов, если овуляция еще не произошла, но это не требуется. В ненормальном цикле синим цветом отек матки
не утихала и овуляция задерживалась. Этот вид кобылы редко
беременеет в этом цикле.

На чистокровных фермах Кентукки кобылы часто
обработанные после размножения ХГЧ, чтобы обеспечить наступление овуляции и кобылу
не нужно возвращать для другого разведения в этом цикле.

Влияние хорионического гонадотропина человека, вводимого в определенное время после разведения, на прогестерон в молоке и беременность у коров

Резюме

Было проведено два испытания для изучения эффективности хорионического гонадотропина человека (ХГЧ) после разведения в повышении прогестерона (P 4 ) уровень секреции и стельности коров.В испытании 1 79 лактирующих коров голштинской породы были случайным образом распределены по четырем группам для получения ХГЧ либо во время разведения (день 0, n = 20), либо на 7 день (n = 20) или день 14 (n = 20), либо чтобы не получать ХГЧ. лечение (контроль n = 19). Образцы цельного молока собирали через день с момента размножения до 21 дня, а затем с недельными интервалами до 42 дня или до возвращения к течке для определения концентраций P 4 . Аналогичное лечение использовалось в Испытании 2, и 121 лактирующую корову голштинской породы случайным образом распределяли для лечения в День 0 (n = 29), День 7 (n = 32) или День 14 (n = 29), или чтобы не получать лечения и служат контрольной группой (n = 31).Образцы молока собирали с недельными интервалами от разведения до 42-го дня или до начала течки для определения концентраций P 4 . Диагноз беременности был установлен путем пальпации прямой кишки примерно через 60 дней после оплодотворения. Значительное увеличение концентраций P 4 наблюдалось у коров, получавших лечение в день-7 и день-14, с 18 по 42 день после разведения по сравнению с коровами в день 0 или контрольной группой. Небольшое снижение концентрации P 4 в течение периода отбора проб наблюдалось у коров, получавших лечение в день 0.Значительное увеличение частоты стельности наблюдалось у коров, получавших ХГЧ, по сравнению с контрольными коровами, причем самый высокий показатель наблюдался в группе, получавшей 7-й день. Общая частота наступления беременности составила 47, 62, 55 и 40% для групп 0, 7 и 14 дней и для контрольных групп, соответственно. У небеременных коров среднее (± SEM) количество дней до базальных концентраций P 4 составило 21,6 ± 1,3, 24,1 ± 1,6, 24,6 ± 1,3 и 23,2 ± 1,3 для коров, получавших лечение в дни 0, 7 и 14, а также для контрольной группы. , соответственно.Сделан вывод, что введение ХГЧ на 7-й или 14-й день после осеменения можно использовать в качестве инструмента управления для улучшения показателей стельности у послеродовых коров.

Ключевые слова

хорионический гонадотропин человека

прогестерон

беременность

коровы

Рекомендуемые статьи Цитирующие статьи (0)

Полный текст

Авторские права © 1992 Издано Elsevier Inc. Гонадотропин | EquiMed

Персонал EquiMed — 17.06.2014
Лекарства и медикаменты

Изображение наркотиков и лекарств
EquiMed

Описание

Хорионический гонадотропин, выделяемый из мочи беременных женщин, представляет собой гормон, выделяемый плацентой и используемый ветеринарами кобыл для индукции овуляции у кобыл.Поскольку ХГЧ обычно вызывает овуляцию зрелого фолликула в течение 36-48 часов, этот препарат позволяет кобыле вывести кобылу в оптимальное время для зачатия.

Использование

Хорионический гонадотропин человека используется для определения времени выращивания кобыл для достижения оптимального зачатия. Вызывая овуляцию, ХГЧ позволяет ветеринарам-производителям получать лучшие результаты с меньшим количеством попыток разведения.

ХГЧ также используется для диагностики задержки яичек, вызывая заметное повышение уровня тестостерона у меринов, демонстрирующих поведение жеребца.

Способ применения и дозы

Хорионический гонадотропин человека
Метод Дозировка Концентрация Период Продолжительность
Внутривенное или внутримышечное введение 2000-3000 МЕ NA Лечение 1 NA
Примечания:
  • Федеральный закон ограничивает использование этого препарата лицензированными ветеринарами или по их указанию.
  • Использование лекарств при лечении животных вне маркировки разрешено только лицензированными ветеринарами в контексте действующих отношений ветеринар-клиент-пациент и не включает использование лекарств при лечении животных непрофессионалами (кроме под наблюдением лицензированного ветеринара). ).
  • 1 Введение следует проводить с преовуляторным фолликулом диаметром не менее 35 мм (Perkins 1999)

Побочные эффекты

О распространенных побочных эффектах при использовании ХГЧ не сообщается.Реакции в месте инъекции, такие как боль и отек, возникают нечасто и обычно облегчаются горячими компрессами и нестероидными противовоспалительными препаратами. Сообщалось о редких анафилактических реакциях.

Меры предосторожности

Большинство препаратов ХГЧ имеют ограниченный срок хранения после восстановления. Следуйте инструкциям на этикетке.

HCG одобрен FDA для использования у коров. Это обычно используется для лошадей и является общепринятой практикой. ХГЧ отпускается по рецепту, а U.S. Федеральный закон ограничивает использование этого препарата лицензированным ветеринаром или по законному письменному или устному распоряжению.

ХГЧ не следует назначать на ранних сроках беременности, так как это может вызвать гибель эмбриона.

Повторное употребление ХГЧ может вызвать образование антител у кобылы. Кобылы с высоким уровнем антител могут не отвечать на ХГЧ.

Показаний к применению ХГЧ у соревнующихся лошадей нет. Проконсультируйтесь с индивидуальной регулирующей группой.

Взаимодействия

В литературе не отмечено.

Передозировка

В литературе нет информации.

Изображения

Порошок OvaCyst

Литература

ИНДУЦИРОВАННОЕ НРЕСТОВАНИЕ ПРИ ИСПОЛЬЗОВАНИИ ХГЧ, ПРОИЗВЕДЕННОГО ИЗ МОЧИ БЕРЕМЕННЫХ ЖЕНЩИН

ИНДУЦИРОВАННОЕ НРЕСТЫЕ ПРИ ИСПОЛЬЗОВАНИИ ХГЧ, ПРОИЗВЕДЕННОГО ИЗ Мочи БЕРЕМЕННЫХ

NACA / WP / 88/74 ДЕКАБРЬ 1988

ВЫНУЖДЕННОЕ НРЕСТОВАНИЕ ПРИ ИСПОЛЬЗОВАНИИ ХГЧ, ВЫРАБОТАННОГО ИЗ МОЧИ БЕРЕМЕННЫХ женщин

9

Tangutham

Суджин Нукван

Национальный институт рыболовства во внутренних водоемах
Бангкен, Бангкок
Таиланд
1988


Гиперссылки на Интернет-сайты, не принадлежащие ФАО, не подразумевают какого-либо официального одобрения или ответственности за мнения, идеи, данные или продукты, представленные в этих местах, и не гарантируют достоверность предоставленной информации.Единственная цель ссылок на сайты, не принадлежащие ФАО, — указать дополнительную доступную информацию по связанным темам.

Этот электронный документ был отсканирован с помощью программного обеспечения для оптического распознавания символов (OCR). ФАО снимает с себя всякую ответственность за любые расхождения, которые могут существовать между настоящим документом и его исходной печатной версией.


Manob Tangtrongpiros, Khamchai Lawonyawut
Суджин Нукван

РЕФЕРАТ

Опыты проводили биологи аквакультуры.
Исследовательская группа Национального института рыболовства во внутренних водоемах.Моча была
собраны у беременных в течение 2–3 месяцев беременности в Раджавидхи
Больница. Неочищенный гормон экстрагировали методом осаждения ацетоном.
Гормональный порошок получали с использованием метода сублимационной сушки. Количество
ХГЧ измеряли с помощью количественного радиоиммуноанализа ХГЧ на двойные антитела.
Гормон хранился во флаконах по 5000 МЕ на флакон. Всего 156
флаконов или 780 000 МЕ были произведены в период с декабря 1986 г. по июль 1987 г. Стоимость
выработки гормона на флакон составлял 7.12 бат. Выработанный гормон можно использовать
эффективно для искусственного нереста всех видов сомов, таких как Clarias
macrocephalus
, Clarias batrachus и Pangasius sutchi .

ВВЕДЕНИЕ

Метод искусственного разведения путем инъекции в гипофиз рыб
экстракт, иногда в сочетании с хорионическим гонадотропином, широко используется в
Таиланд. Недостаточное снабжение и низкое качество гипофиза являются
основные ограничения.Импортный хорионический гонадотропин не является рентабельным.
Поэтому вместо него можно использовать ХГЧ от беременных.

ЗАДАЧИ

  1. Найдите подходящий метод производства сырого ХГЧ.

  2. Сравните эффективность и рентабельность HCG из этого
    источник с другими типами гормонов.

  3. Определите продолжительность жизни ХГЧ.

МЕТОДЫ

Моча беременных на 2–3 месяце, полученная из больницы Раджавидхи
с декабря 1986 г. по июль 1987 г.ХГЧ экстрагировали осаждением
ацетон из расчета 1 часть мочи и 2 части ацетона, взбалтывать 10 мин.
выдерживали при 4 ° C, и прозрачный раствор выливали. Осадная часть была
собирают центрифугой при 4000 об / мин в течение 10 мин, а затем фильтруют через
Whitman № 41. Осадок выдерживали при 4 ° C до использования. Сырой ХГЧ
сублимационная сушка в течение 20 часов. ХГЧ хранился во флаконе по 0,01 г / флакон. В
Концентрация ХГЧ измерялась методом двойного антитела.
Радиоимуноанализ.

РЕЗУЛЬТАТЫ

  1. Производство сырого ХГЧ — 156 ампул ХГЧ были произведены во время
    Декабрь 1986 г. и июль 1987 г. Концентрация составляет 5000 МЕ / флакон. Один литр
    мочи может производить 50 000 МЕ ХГЧ.

  2. Эффект ХГЧ — Индуцированный нерест ХГЧ был протестирован с 4 видами,
    а именно Клариас, Пангасиус, Роху и Пунтий. Результаты представлены в таблице.
    1.

  3. Стоимость производства — Стоимость производства за один раз для получения 56 флаконов с 5000
    МЕ / флакон. Общая концентрация ХГЧ составила 280 000 МЕ. Стоимость 11,2 л.
    ацетон, 298,67 бат, стоимость лаборатории 100 бат. Стоимость одного МЕ составила 0,0014 бат.
    Производство на флакон (5000 МЕ) составляло 7,12 бат.

  4. Эффективность — Моча первых 2–3 месяцев беременности
    рекомендуется для экстракции ХГЧ; поэтому сбор должен быть своевременным.В
    для Clarias подходят дозы от 2000 до 8000 МЕ / кг возбудителя,
    Пангасиус, и Мист. ХГЧ не влиял на Puntius и Rohu . Индуцированный
    нерест C. macrocephalus стоит 14–15 бат с использованием ХГЧ и 75 бат
    для PG.

Таблица 1. Влияние сырого ХГЧ на индуцированный нерест.

879

    7 —
      7

90 107 70

    7

05

Дата Виды Общий вес
(гм)
Доза
МЕ / кг
Нерест
%
Вылупление
%
No.выживания
20 мая 87 C. 5 1.000 8000 100 90 5000
22 мая 87 5 100 80 2,875
25 мая 87 6 1,700 6000 100 80
25 мая 6000100 80
26 мая 87 3000 5000 9000 PG 1 Доза100 90
9 0004

PG 3 доза +300 МЕ / кг
26 мая 87 4 1,000 6000

900

28 мая 87 4 1,000 6000
1 июня 87 6 1,000 6,0004

1,000 6,000 2,000
1 июня 87 3 1,000 6,000 100 80 3,500
8 июня 87 2 40 3,500
15 июня 87 3 1,000 7,000100 3000
29 июня 87 4 1000 8000 100 80 3000
6 июля 87

07

100 70 3,000
20 июля 87 3 1,000 8,000 100 90 3,500
1,000 5,000100 85 3,200
4 авг.87 6 1,000 5,000 83,33 80 4,460
6 августа 87 19 1,000 19 1,000 5,000
10 августа 87 21 3000 5000 90,48 60 3000
23 сентября 87107107
23 сен.87 9 567 2,000 11
23 сентября 87 8 504 504 3,000 9000
23 сентября 87 9 567 4,000 66,67
23 сентября 87 1,4 949 82,6
Доза; PG 1 доза 30 МЕ

ПОДТВЕРЖДЕНИЕ

Авторы благодарят д-ра Китьяра Джайена, директора Департамента рыболовства во внутренних водах.
Институт этой поддержки этого исследования и мисс Суканья
Вираваттранагумпа из Университета Чулалонгкорн за полезные советы.

Особая благодарность мисс Дуангджай Тантияпорн и директору.
больницы Раджвити за предоставление лабораторных анализов.

экстракция ацетон центрифуга
смешанная моча с ацетон профильтрованная
3 осаждение

0
9804 9804 9804 9804 9804 9804 Процесс извлечения ХГЧ

ССЫЛКИ

Bahl, OM.P. 1977 г. Fed. Proc. 36: 2119.

Корпорация диагностических продуктов. 1985. Двойные антитела к ХГЧ. Диагностический
Products Corporation, Лос-Анджелес, 15 стр.

Diczfallusy, E. and Troen, P. 1961. Vitams Horm. 10: 229.

Hirunyavasit, V. 1978. Производство и механическое исследование человеческого хориона.
Гонадотропин. Магистерская диссертация. Кафедра химического факультета
Наука, Университет Махидол, 127 с.

Kongsak, D. 1984. Гормональное лечение и диагностика клинической гинекголии.
Эндокрионология, медицинский факультет, больница Раматибхадхи, Бангкок,
153 с.

Кусумран Т. 1979. Производство и механическое исследование человеческого хориона
Гонадотропин (ХГЧ) для медицинских и сельскохозяйственных целей. Министерство
Химический факультет наук Университета Махидол. 29п.

Ngamvonchon, S. 1984. Вызванный нерест Clarias macrocephalus с использованием
Гормон из мочи беременных. Национальное рыболовство во внутренних водоемах
Институт. 30 шт.

Нгамвончон, С. и Тунгтронгпирос, М.1983. Индуцированный нерест Clarias.
macrocephalus
с помощью гормона из мочи беременных женщин.
Национальный институт рыболовства во внутренних водоемах. 37 п.

Ngamvonchon, S. 1981. Предварительное исследование гормона из мочи
беременным женщинам, чтобы вызвать пресную воду. Диссертация на степень магистра
Наука, факультет аспирантуры, Университет Махидол.

Пауэр, К. 1986. Искусственный нерест рыб с использованием гормона. Часть 2:
Практические приемы для аквариумистов.Хаббист тропических рыб. 78 марта
83.

Роуленд, С.Дж. 1983. Гормон-индуцированная овуляция и нерест
Австралийская пресноводная рыба Golden Perch, Macquaria ambigua (Richardson)
(Percichthyidae). Аквакультура, 35: 221–238.

Роуленд, С.Дж. 1984. Гормонально-индуцированное нерестилище серебряного окуня, Bidyanus.
bidyanus
(Mitchell) (Teraponidae). Аквакультура, 42 (1984) 83–86.

Вираваттранагумпа, С.1982. Первый тренинг по клиническому применению
Радиоиммуноанализ. Кафедра медицинского факультета, Чулалонгкорн
Университет. 213 с.


Вызывание течки и овуляции у кобыл

Специалисту по коневодству доступны различные гормональные методы лечения, которые помогают вызвать у кобыл течку и ускорить овуляцию. Они включают хорионический гонадотропин человека (ХГЧ), различные комбинации прогестин / эстрадиол, аналоги гонадотропин-рилизинг-гормона (ГнРГ) и антагонисты дофамина.Эти гормональные терапии подталкивают Мать-Природу к тому, чтобы сделать процесс разведения более эффективным, уменьшить чрезмерное обращение с кобылами и жеребцами и помочь обеспечить успешное размножение и зачатие, будь то девица, ранее бесплодная или циклическая кобыла.

Обычно кобылы находятся в охоте от пяти до семи дней, а овуляция наступает примерно на четвертый или пятый день охоты, примерно за 24-48 часов до того, как у них закончится охота.

Краткий последовательный обзор регулярного эстрального цикла

«Если вы не используете гормон для индукции овуляции, вы можете в конечном итоге размножить эту кобылу два или даже три раза в течение данного эстрального цикла», — утверждает доктор.Патрик МакКью, дипл. ACT, доцент кафедры коневодства в Государственном университете Колорадо.

Индукция овуляции используется для ограничения количества раз, когда кобыла должна быть разведена, чтобы можно было достичь «рассчитанной по времени» овуляции, что приводит к необходимости вязать кобылу только один или, возможно, дважды.

Агент, вызывающий овуляцию, обычно используется при разведении кобыл в программе разведения замороженной или охлажденной спермой, поэтому его можно вовремя заказать для осеменения кобылы до овуляции, особенно если количество спермы ограничено.В ситуации чистокровного разведения (когда кобыла должна быть укрыта) ее можно использовать для ограничения количества раз, когда данная кобыла должна быть укрыта жеребцом, или для обеспечения своевременного жеребенка в следующем году, ближе к 1 января. Для многих занятых жеребцов кобыла не сможет получить заявку во второй раз за цикл охоты.

«Когда кобыла отправляется в хлев для разведения, ветеринар или менеджер должны иметь возможность с некоторой степенью уверенности знать, что у этой кобылы будет овуляция после размножения», — говорит МакКью.

Даже если количество спермы не ограничено или жеребец не так занят, нужно также понимать проблемы кобылы, которые требуют использования средств, вызывающих овуляцию.

DVM Newsbreak

«У некоторых кобыл может быть довольно сильная воспалительная реакция после осеменения или осеменения», — говорит МакКью. «С этими конкретными кобылами вы захотите развести эту кобылу только один раз в течение данного эстрального цикла. После этого вы можете больше сосредоточиться на очищении ее матки.Вы можете ограничить количество раз, когда она будет разводиться, и, следовательно, дайте ей ХГЧ или препарат ГнРГ, чтобы вызвать овуляцию, чтобы она не нуждалась в повторном прикрытии ».

Для анестезированных кобыл начинают гормональную терапию. течка у кобыл, которые могут не совершать цикл самостоятельно.

Чтобы успешно вызвать овуляцию, кобыла должна быть в цикле в течке с развивающимся доминантным преовуляторным фолликулом размером не менее 35 мм или больше. На УЗИ у нее обычно должен быть некоторый отек в ее матке, который будет коррелировать с тем, находится ли она в поведенческой жаре.Она должна быть ближе к концу переходного периода, чтобы эти агенты действительно вызывали овуляцию.

«Важно, чтобы ветеринары знали, что существуют также различия в реакции между породами», — говорит МакКью. «Для теплокровной кобылы обычно нужно дождаться, пока размер фолликула не станет 40 мм или больше, прежде чем рассматривать возможность введения чего-то вроде ХГЧ, чтобы вызвать овуляцию. Обычно они не овулируют с более мелкими фолликулами».

Фотопериод

Несмотря на гормональную терапию, свет имеет решающее значение.Естественно, когда дни удлиняются, шишковидная железа стимулирует гипофиз к высвобождению гонадолиберина.

«Наиболее распространенное заблуждение или самая большая ошибка — это мнение ветеринаров о том, что свет не очень важен», — говорит Патрик Бернс, доктор философии, президент Burns BioSolutions, Лексингтон, штат Кентукки.

Все гормональные препараты и лекарства работают лучше всего. или наиболее эффективно, либо после того, как кобыла подверглась некоторому воздействию фотопериода (искусственно), либо в начале переходного сезона весной (апрель-май), когда кобыла начала процесс самостоятельно из-за увеличения дневного света .

DVM Newsbreak

«Когда вы пытаетесь наложить эти гормональные препараты на кобыл, которые находятся в долгах, глубоко под наркозом, результаты лечения неизменно ужасны, — говорит Бернс.

Чтобы немного обмануть мать-природу, лечение продолжительностью от трех до шести недель световым воздействием (16 часов света в день, обычно до 22:00) имеет положительный эффект. Только естественное освещение и дни удлинения подойдут, но обычно это занимает около 60 дней.Режимы ускоренного освещения немного ускоряют процесс.

«Лучше еще никто не придумал», — замечает Бернс. «Обычно мы хотели бы, чтобы они находились в режиме освещения минимум на 30-40 дней перед любой из этих гормональных терапий».

У некоторых кобыл результаты неплохие уже через 21 день. Есть огромная разница между отсутствием света и 21 днем. 21-дневный режим был показан при использовании экзогенного конского фолликулостимулирующего гормона (ФСГ). Даже с экзогенным ФСГ, который будет способствовать росту фолликула до овуляции, результаты будут намного лучше, когда кобыла будет иметь хотя бы три недели света.Свет запускает в действие целый нейроэндокринный каскад. Мы знаем, что свет оказывает определенное влияние на секрецию гонадолиберина, оказывает большое влияние на гипофиз и стимулирует выработку пролактина.

«Я проповедую и учу тому, что фотопериод — номер один», — говорит д-р Джим Брендемуэл, дипл. ACT, Учебная ветеринарная клиника Иллинойского университета. «Когда у кого-то есть время планировать наперед, важно поставить кобыл на режим освещения к первому декабря. Рекомендуется включать кобыл за 45-60 дней до того, когда вы хотите, чтобы они отправились на велосипед.У них также должен быть положительный баланс питательных веществ, чтобы они набирали вес, а не теряли, и были в хорошей форме ».

Достаточное содержание ЛГ в гипофизе

Кобылы должны иметь достаточно ЛГ в гипофизе, чтобы гормональная терапия работала. Часто при гормональной терапии в полевых условиях гипофиз просто не содержит достаточного количества ЛГ для стимулирования овуляции ранней весной, независимо от стимуляции системы. Фолликул стимулируется, но овуляция не происходит из-за недостаточности LH.

Естественно, когда кобыла переходит на сезонную зимнюю анестезию, синтез ЛГ снижается. Достаточные запасы ЛГ отсутствуют до тех пор, пока не начнется переходный период. В конечном итоге ЛГ попадает туда после фотопериодной стимуляции. Когда она начинает ездить на велосипеде весной, уровень ФСГ повышается до уровня ЛГ. Когда кобыла начинает прогрессировать при световой стимуляции, ее гипофиз начинает вырабатывать достаточное количество ЛГ. Последним фактором, способствующим овуляции, является то, что гипофиз вырабатывает в железе достаточно ЛГ, чтобы вызвать овуляторную волну.

Прогестины / эстрадиол

«С моей точки зрения, в переходной фазе, находятся ли кобылы под искусственным освещением или в условиях естественного дневного света, когда они еще не начали цикл, прогестерон или комбинация прогестерон / эстрадиол очень эффективны для дать кобылам толчок к их циклической активности », — говорит Дирк Вандерволл, доктор медицинских наук, доктор философии, исследователь Северо-западной лаборатории репродукции лошадей при Университете Айдахо. «Я, безусловно, считаю, что это очень полезно и полезно с клинической точки зрения в управлении кобылами в весенний переходный период.«

Прогестерон, кажется, помогает гипофизу синхронизироваться и накапливать достаточное количество лютеинизирующего гормона (ЛГ), чтобы кобыла продолжила овуляцию. Прогестин имеет отрицательную обратную связь, которая подавляет ФСГ и ЛГ и по существу способствует накоплению лютеинизирующего гормона (ЛГ). ЛГ в то же время подавляет развитие фолликулов.

Когда вы отправляете кобылу на прогестерон / эстрадиол, добавление эстрадиола тормозит развитие фолликулов у большинства кобыл. При использовании комбинации прогестин / эстрадиол прогестерон продлевает лютеиновый фаза; эстрадиол подавляет рост фолликулов.При добавлении эстрадиола вы получаете более значительную отрицательную обратную связь и, следовательно, синхронизацию течки из-за обратной связи как по прогестерону, так и по эстрогену, которая ингибирует ФСГ и ЛГ. Существует более глубокая отрицательная обратная связь по ФСГ и ЛГ, чем по одному прогестину, что влияет на начало перехода кобыл весной. У вас более сильное подавление ФСГ и ЛГ и больший потенциал того, что ЛГ повысится, чтобы инициировать овуляцию.

«Один из приемов, которые мы делаем с лечением прогестероном / эстрадиолом, — это по существу блокировать выброс ЛГ и позволять ему увеличиваться до такого уровня, чтобы после того, как мы удалили прогестины / эстрадиол, был достаточный всплеск ЛГ. для стимуляции овуляции », — говорит Брендемуэль.«Это неотъемлемая часть механизма действия терапии прогестероном / эстрадиолом».

В исследовании, проведенном в штате Колорадо, Бернс исследовал использование однократной 10-дневной инъекции прогестерона по сравнению с контролем плацебо. Они смотрели на среднее количество дней от первого дня охоты у кобылы (с фолликулом 35 мм) до овуляции, с лечением или без него. Разница была довольно значительной. У необработанных кобыл прошло 19 дней с момента появления фолликула для размножения до овуляции.На лечение ушло всего шесть дней. У прогестерона нет продолжительного течки и эстрального цикла до овуляции.

«Эти вещи действительно вызывают множество проблем у среднего ветеринара, владельцев и тех, кто отправляет сперму», — говорит Бернс.

Хорионический гонадотропин человека

ХГЧ одобрен и лицензирован для использования в ветеринарной практике для стимуляции овуляции у кобыл. В течение нескольких лет ХГЧ эффективно использовался для индукции овуляции у кобыл, которые находятся в поведенческой течке с фолликулом 35 мм или больше.ХГЧ, обладающий биологической активностью в отношении ЛГ, наиболее эффективен для кобыл, которые не получали его ранее, предположительно из-за его антигенных свойств. Поэтому его обычно ограничивают введением в течение одного или двух эстральных циклов в определенный сезон размножения.

Аналоги ГнРГ

Независимо от того, ГнРГ или дезлорелин (аналог ГнРГ), инъекция ранней весной вызовет хороший всплеск ФСГ, но вы почти не увидите выброса ЛГ, как при других методах лечения, потому что гипофиз не содержит достаточного количества ЛГ. ранней весной.Использование дезлорелина вызывает ускорение овуляции у кобыл с преовуляторными фолликулами более 30 мм. Джонсон и др. 2002 продемонстрировали, что кобылы, которым индуцировали овуляцию дезлорелином, испытали подавленную секрецию гонадотропина (ЛГ и ФСГ) в течение нескольких дней и десенсибилизацию к экзогенному ГнРГ в течение по крайней мере семи дней после овуляции. Имплант дезлорелина произвел начальную овуляцию на два дня раньше, чем у нелеченных кобыл; их ЛГ и ФСГ первоначально увеличивались после имплантации, но затем снижались.Хотя уровень ЛГ и ФСГ в плазме повышался сразу после введения дезлорелина, они оба снижались в течение нескольких дней после этого. Деслорелин также вызывал длительный межовуляторный период между начальной и последующей овуляцией.

Антагонисты дофамина

Антагонисты дофамина, вероятно, действуют за счет своего положительного влияния на пролактин, хотя было бы интересно провести дополнительные исследования, чтобы полностью определить механизм их действия. Домперидон и сульпирид косвенно повышают секрецию пролактина, блокируя действие дофамина, действие которого заключается в уменьшении секреции пролактина гипофизом.

«Я обычно использовал антагонисты дофамина с кобылой, которую представили первого февраля, которая не находилась под светом, поэтому мы не можем позволить себе роскошь ждать 45-60 дней, пока она ответит на фотопериодную стимуляцию», Брендемуэль говорит. «У некоторых из этих кобыл в хорошей физической форме мы добились некоторого успеха в том, что эти кобылы прошли курс терапии антагонистами дофамина домперидоном или сульпиридом, и они положительно отреагировали на развитие фолликулов и раньше начали ездить на велосипеде.«

В работе, проведенной в Штатах Колорадо и Корнелле, использование антагонистов дофамина, домперидона и сульпирида, по-видимому, не способствовало овуляции у кобыл в периоды суровой холодной погоды.

« Это, вероятно, связано с влиянием «холод на механизмы терморегуляции, функцию гормона щитовидной железы, поскольку он способствует функции гормонов яичников, и, вероятно, даже в большей степени, что происходит в гипоталамусе, гипофизе и влиянии кортикостероидов», — говорит Брендемуэль.

Истинные механизмы еще немного неизвестны. Это одна из тех серых областей, где мало исследований.

Простагландины

Использование простагландина F2 (PF2) сокращает лютеиновую фазу, лизируя лютеиновую структуру (CL), чтобы вызвать течку у кобылы раньше, чем она сделала бы это самостоятельно. Но простагландины мало пригодны для весенней переходной кобылы, так как у нее еще не было овуляции. Таким образом, у кобылы весеннего переходного периода не существует биологической конечной точки, на которую простагландин мог повлиять.Другой проблемой, связанной с PF2, являются возможные побочные эффекты в виде учащенного сердцебиения, диареи, потоотделения и спазмов тазовых мышц. Побочные эффекты можно уменьшить, сделав две инъекции уменьшенной дозировки с интервалом в 24 часа.

Гормон-индуцированное выделение сперматозоидов у находящихся под угрозой исчезновения лягушек бурулонг (Litoria booroolongensis): эффекты гонадотропин-высвобождающего гормона и хорионического гонадотропина человека | Физиология сохранения

Аннотация

Исследования в области разработки репродуктивных технологий для земноводных увеличились в последние годы в связи с быстрым сокращением численности видов земноводных во всем мире.Репродуктивные технологии обладают огромным потенциалом для преодоления неудач при разведении в неволе и улучшения размножения и генетического управления видами, находящимися под угрозой исчезновения. Однако внедрение этих технологий в программы природоохранного разведения затянулось, прежде всего, в результате подходов к совершенствованию гормональной терапии методом проб и ошибок. В настоящем исследовании изучались эффекты: (1) дозы GnRH-a (0, 0,5, 1, 2, 4, 8 или 16 мкг г -1 ) и (2) дозы ХГЧ (0, 2,5, 5, 10, 20 или 40 МЕ г -1 ), на реакцию выделения сперматозоидов у находящихся под угрозой исчезновения лягушек бурулонг.Введение GnRH-a в дозе 0,5 мкг г -1 приводило к высвобождению наибольшего количества сперматозоидов (среднее общее количество сперматозоидов = 3,5 × 10 6 , n = 11). В целом, ХГЧ был более эффективен в получении спермиев у лягушек бурулонг, при этом пиковое выделение спермы (среднее общее количество сперматозоидов = 25,1 × 10 6 , n = 10) происходило в ответ на дозу 40 МЕ г -1 . Выход спермы в ответ на 40 IU g -1 hCG был максимальным между 1 и 6 часами и неуклонно снижался между 8 и 24 часами после введения гормона.Процент подвижности сперматозоидов достигал пика между 4 и 10 часами (58,1–62,7%), а скорость сперматозоидов — между 4 и 12 часами (24,3–27,2 мкм с –1 ). Лягушки бурулонг присоединяются к небольшому, но растущему числу видов земноводных, которые демонстрируют улучшенное семяизвержение в ответ на ХГЧ. Необходимы дальнейшие исследования для определения оптимальных протоколов индукции гормонов для находящихся под угрозой исчезновения амфибий и ускорения внедрения репродуктивных технологий в CBP.

Введение

Продолжающееся сокращение и исчезновение видов продолжает угрожать биоразнообразию позвоночных во всех таксономических группах и географических точках во всем мире (Ceballos et al., 2015). Среди позвоночных земноводные испытали исключительно быструю утрату биоразнообразия: по крайней мере 2100 видов находятся под неминуемым риском исчезновения, что составляет 31,8% всех описанных видов (МСОП, 2017). В ответ на этот кризис вымирания были созданы программы природоохранного разведения (CBP) для ряда видов земноводных, находящихся под угрозой исчезновения, с некоторыми свидетельствами успешной реинтродукции и восстановления видов (Harding et al., 2016). Несмотря на такие знаменитые триумфы, сохраняется несоответствие между масштабами глобального кризиса, вызванного земноводными, и реакцией природоохранного сообщества, при этом текущие оценки показывают, что всего 2.9% (213 видов) всех видов земноводных были предметом CBP (Harding et al., 2016). Одна из основных проблем, препятствующих успеху CBP и ограничивающая создание новых программ, — это неудачное разведение в неволе. Многочисленные отчеты документируют неспособность надежно и предсказуемо инициировать репродуктивное поведение амфибий, достигать высоких показателей оплодотворения или производить жизнеспособное потомство в неволе (Kouba et al., 2009). Репродуктивная недостаточность угрожает генетической жизнеспособности и адаптивной способности содержащихся в неволе колоний и во многих случаях ограничивает создание большого числа особей для повторного интродукции (Silla and Byrne, 2019).Репродуктивные технологии могут способствовать восстановлению находящихся под угрозой исчезновения видов, позволяя манипулировать нейроэндокринной системой для управления репродуктивными процессами (Силла и Бирн, 2019; Ву и Трюдо, 2016). При использовании в сочетании с традиционными методами разведения в неволе репродуктивные технологии могут повысить эффективность и устойчивость CBP и повысить успех программы (Silla and Byrne, 2019).

В настоящее время в литературе преобладают два гормона, которые наиболее часто используются для стимуляции высвобождения гамет и нереста у земноводных; очищенный хорионический гонадотропин человека (ХГЧ) и синтетический гонадотропин-рилизинг-гормон (GnRH-a, также известный как лютеинизирующий гормон-рилизинг-гормон, LHRH-a).Экзогенный ХГЧ имитирует структуру и биоактивность молекул естественного лютеинизирующего гормона (ЛГ), моделируя выброс ЛГ, необходимый для стимуляции созревания и высвобождения гамет, путем связывания с рецепторами ЛГ на гонадах (гипофизарный подход; Силла и Бирн, 2019; Ву и Трюдо, 2016). Напротив, GnRH-a действует на более высоком уровне оси гипоталамус-гипофиз-гонад (HPG), запуская синтез и высвобождение естественного ЛГ и фолликулостимулирующего гормона (ФСГ) из передней доли гипофиза, который затем способствует активности гонад (гипоталамическая подход; Силла, Бирн, 2019; Ву, Трюдо, 2016).Введение GnRH-a обычно считается более эффективным для выявления последовательной и предсказуемой реакции высвобождения гамет у разнообразных видов (Kouba et al., 2009; Silla and Byrne, 2019). Однако сообщается, что все большее число земноводных более благоприятно реагирует на ХГЧ, включая несколько видов из семейств буфонид, лимнодинастид и пелодриадид (Kouba et al., 2012; Clulow et al., 2018; Silla and Roberts, 2012). Считается, что непоследовательный ответ на введение ХГЧ обусловлен межвидовыми различиями сродства к рецепторам ЛГ (Clulow et al., 2014), что может отражать дивергентную эволюцию сродства к LH-рецепторам среди семейств амфибий (Silla and Roberts, 2012). В настоящее время существует недостаточно данных, напрямую сравнивающих реакцию высвобождения гамет у амфибий разных линий на введение GnRH-a и hCG. Следовательно, наша способность предсказывать реакцию новых видов мала, и протоколы гормональной индукции должны разрабатываться для конкретных видов.

Центральным элементом разработки протоколов гормональной индукции для новых видов является построение кривых доза-ответ для каждого типа гормона (GnRH-a и hCG) и проверка оптимального времени сбора гамет после введения (PA).Если вводить субоптимальные или супраоптимальные дозы гормона, высвобождение гамет не произойдет или гаметы будут высвобождаться, но в меньших количествах и с пониженной жизнеспособностью и оплодотворяющей способностью (Silla, 2010; Silla et al., 2018). Было показано, что оптимальные дозы, необходимые для высвобождения гамет, сильно различаются у разных видов земноводных. В частности, сообщалось, что эффективные дозы гормонов, используемые для индукции выделения сперматозоидов, варьируются от 0,3 до 5 мкг на г -1 массы тела GnRH-a и от 13 до 40 МЕ на г -1 массы тела ХГЧ (гормоны, вводимые путем инъекции; Силла и Бирн, 2019).Помимо видоспецифичных различий в оптимальных дозах, виды земноводных значительно различаются по скорости и продолжительности реакции на гормональную стимуляцию (Silla and Byrne, 2019). Например, самцы Crinia georgiana реагируют на введение GnRH-a в течение нескольких минут (пиковое выделение сперматозоидов = 7 часов PA; (Silla and Roberts, 2012)), тогда как мужские Pseudophryne corroboree не реагируют в течение нескольких часов (максимальное выделение сперматозоидов = 36 h PA (Бирн и Силла, 2010)).

На сегодняшний день разработка протоколов гормональной индукции для новых видов в основном связана с методом «проб и ошибок», на уточнение которого могут уйти годы (Kouba et al., 2009; Силла и Бирн, 2019). Такой подход препятствует внедрению репродуктивных технологий в CBP вымирающих видов, где идет гонка на время для реализации успешных природоохранных мероприятий (Silla and Byrne, 2019). Настоящее исследование направлено на эмпирическое тестирование протоколов гормонального стимулирования спермиев у критически угрожаемой лягушки бурулонг, Litoria booroolongensis. Конкретные цели заключались в исследовании: (1) эффекта дозы ГнРГ-а (0, 0,5, 1, 2, 4, 8 или 16 мкг г -1 ГнРГ-а) и (2) эффекта дозы ХГЧ. (0, 2.5, 5, 10, 20 или 40 МЕ г ( -1 hCG), от количества сперматозоидов самцов и общего количества выделившихся сперматозоидов. Кроме того, оптимальный тип и доза гормона были использованы для исследования влияния времени отбора проб на количество выделенных сперматозоидов, а также влияния времени отбора и разведения образца на качество сперматозоидов (подвижность и скорость).

Материалы и методы

Заявление об этике

Описанные здесь процедуры были проведены после оценки и утверждения Комитетом по этике животных Университета Вуллонгонга (номера протоколов AE11 / 23 и AE12 / 17).

Изучаемые виды

Лягушка буролонг, L. booroolongensis — это речной вид среднего размера (длина рыла 36–54 мм) с пятнистыми коричневыми, оливковыми или серыми отметинами на спине (рис. 1a; Tyler and Knight, 2011). L. booroolongensis является эндемиком Большого Водораздельного хребта на юго-востоке Австралии на высоте 200-1300 м над уровнем моря (Hunter and Smith, 2013). Этот вид связан с постоянными водотоками, характеризующимися прибрежной скалистой средой обитания и обилием затопленных гладких скальных трещин (Hunter, Smith, 2013).L. booroolongensis размножается с весны до начала лета, с октября до начала января (Hunter, 2007). Во время сезона размножения самцы размещают рекламу с открытых каменных платформ, и откладывание яиц происходит в неглубоких изолированных скальных бассейнах или вдоль медленно текущих участков ручья (Anstis, 2013). Самки откладывают большую кладку из 688–1784 яиц (в среднем = 1296), приставших к расщелинам водных горных пород (Anstis, 2013). L. booroolongensis в настоящее время занесен в список находящихся под угрозой исчезновения в соответствии с законодательством штата и федерального правительства Австралии и находится под угрозой исчезновения Международным союзом охраны природы (Hunter and Smith, 2013).

Рисунок 1:

(A) Взрослый самец лягушки Booroolong, Litoria booroolongensis, (B) подкожная инъекция репродуктивных гормонов.

Рисунок 1:

(A) Взрослый самец лягушки Booroolong, Litoria booroolongensis, (B) подкожная инъекция репродуктивных гормонов.

Животные

лягушек бурулонгов выращивали до половой зрелости в зоопарке Таронга (Сидней, Новый Южный Уэльс, Австралия). Лягушки были выведенными в неволе особями первого поколения (F1) от выловленных в полевых условиях родителей (собраны в регионах Аберкромби и Ретрит-Ривер, 34 ° 7 ′ ю.ш., 149 ° 38 ′ в.д.).Самцов доставили в Центр экологических исследований Университета Вуллонгонга (Вуллонгонг, Новый Южный Уэльс, Австралия), где они содержались в соответствии с методами содержания, описанными ранее (Silla et al., 2015). Перед началом экспериментов было установлено, что лягушки находятся в состоянии размножения по потемнению их брачных подушечек и инициированию кричащего поведения. Лягушки (n = 135) были в возрасте 1-2 лет в течение периода исследования и имели массу от 3,20 до 7,52 г (среднее значение ± SEM = 4.73 ± 0,092 г).

Эксперимент 1: действие ГнРГ-А в дозе

Чтобы определить влияние дозы GnRH-a на спермию, 75 самцов лягушек были отнесены к одной из семи экспериментальных обработок; 0, 0,5, 1, 2, 4, 8 или 16 мкг г -1 масса тела GnRH-a (лейпрорелин ацетат; Lucrin®) (n = 8-12 на курс лечения). Перед введением гормонов у каждого мужчины брали образец мочи, и во всех случаях образец был аспермическим. Гормоны разводили в 100 мкл Simplified Amphibian Ringer (SAR; 113 мМ NaCl, 2 мМ KCl, 1.35 мМ CaCl2, 1,2 мМ NaHCO3). Лягушки получали однократную дозу гормона, соответствующую их экспериментальному лечению, путем подкожной инъекции с использованием ультратонких игл 31-го размера (рис. 1b). Непосредственно перед инъекцией гормона лягушек взвешивали с точностью до 0,01 г и вводимую дозу корректировали в соответствии с массой тела человека.

После инъекции гормона лягушек помещали в отдельные флаконы, содержащие три куска губки (40 × 40 × 3 мм), смоченные 5 мл воды обратного осмоса. Гидратация людей в соответствии с этой процедурой была важна для обеспечения сбора сперматозоидов мочи в каждый из периодов отбора проб (1, 2, 4, 6 и 8 ч после инъекции гормона).Сперматозоид мочи собирали и измеряли объем образца в соответствии с протоколами, описанными ранее (Silla, 2010, 2011). В каждый период сбора концентрацию сперматозоидов определяли с помощью улучшенного гемоцитометра Нойбауэра (Bright Line, Optik Labor, Германия). Образцы спермы мочи гомогенизировали, и аликвоту 15 мкл пипеткой переносили в камеру гемоцитометра. Количество сперматозоидов, присутствующих в пяти квадратах, регистрировали (повторяли дважды для каждого образца и усредняли) и использовали для расчета общей концентрации сперматозоидов на микролитр.Затем рассчитывали общее количество выделившихся сперматозоидов, умножая концентрацию сперматозоидов ( -1 мкл сперматозоидов) на объем мочи сперматозоидов (мкл). Общее количество сперматозоидов, выпущенных на человека, было суммой количества сперматозоидов, выпущенных в каждый период отбора проб (1, 2, 4, 6 и 8 ч). Эксперимент 1 проводился с 19 сентября по 6 октября 2011 г., в период естественного размножения этого вида.

Эксперимент 2: влияние дозы ХГЧ

Для определения влияния дозы ХГЧ на спермию 50 самцов лягушек были отнесены к одной из шести экспериментальных обработок; 0, 2.5, 5, 10, 20 или 40 МЕ г -1 масса тела ХГЧ (Chorulon®) (n = 8-10 на курс лечения). Перед введением гормонов у каждого мужчины брали образец мочи, и во всех случаях образец был аспермическим. Гормоны разводили в 100 мкл SAR и вводили подкожно с помощью ультратонких игл 31-го размера (рис. 1b). Непосредственно перед инъекцией гормона лягушек взвешивали с точностью до 0,01 г и вводимую дозу корректировали в соответствии с массой тела человека. Мочу со спермой собирали через 1, 2, 4, 6 и 8 ч после инъекции гормона и определяли общее количество сперматозоидов, выпущенных на.индивидуума определяли в соответствии с процедурами, описанными в «эксперименте 1» выше. Эксперимент 2 проводился с 30 октября по 26 ноября 2012 г., в период естественного размножения этого вида.

Эксперимент 3: влияние времени отбора и разбавления образца

Чтобы определить влияние времени отбора проб на количество выделенных сперматозоидов, а также влияние времени отбора проб и разведения образцов на количество выделенных сперматозоидов, подвижность сперматозоидов и скорость сперматозоидов, 10 самцам лягушек вводили 40 МЕ г -1 масса тела ХГЧ (Чорулон®).После инъекции гормона лягушек помещали в отдельные флаконы, содержащие три куска губки (40 × 40 × 3 мм), смачиваемые 5 мл воды обратного осмоса каждые 8 ​​часов. Гидратация людей в соответствии с этой процедурой была необходима для обеспечения сбора сперматозоидов в каждый момент времени отбора проб (0, 1, 2, 4, 6, 8, 10, 12, 14, 16, 18, 20, 22 и 24 часа. постгормональная инъекция). Сперматозоид мочи собирали при каждом взятии проб в соответствии с протоколами, описанными ранее (Silla, 2010, 2011). Общее количество выпущенных сперматозоидов определяли для каждого человека в каждый момент отбора проб.Кроме того, процент подвижности сперматозоидов и скорость сперматозоидов (VCL: криволинейная скорость) определяли количественно в каждый момент отбора проб с использованием компьютерной системы анализа спермы (CASA: CEROS version 12; Hamilton Thorne, Beverley, MA). Образцы мочи спермы были гомогенизированы и две аликвоты по 10 мкл были удалены, первая аликвота была оценена неразбавленной, а вторая аликвота была разбавлена ​​в 10 мкл 1:16 SAR перед оценкой. Подвижность сперматозоидов (%) и скорость сперматозоидов (мкм с -1 ) регистрировали после периода урегулирования в соответствии с процедурами Silla et al.(2015) и Keogh et al. (2017b), в результате чего суспензия была перенесена в камеру гемоцитометра (точная глубина 0,1 мм) и помещена на предметный столик микроскопа на 2 мин, чтобы позволить жидкости осесть перед анализом. Были сделаны четыре повторных записи и усреднены. Параметры производительности спермы были измерены в комнате с постоянной температурой 22 ° C. Система CASA, используемая для оценки подвижности и скорости сперматозоидов, была зафиксирована в соответствии с настройками, описанными ранее (Keogh et al., 2017a; Silla et al., 2017). Эксперимент 3 проводился с 6 по 10 декабря 2012 г., в период естественного размножения этого вида.

Статистический анализ

Количество сперматозоидов мужского пола сравнивали при дозировке ГнРГ-α и дозировке ХГЧ с использованием двусторонних точных тестов Фишера. Чтобы оценить влияние дозы GnRH-a и дозы ХГЧ на общее количество выделенных сперматозоидов, были проведены два отдельных непараметрических теста Краскела – Уоллиса. В каждой модели переменной ответа было общее количество выпущенных сперматозоидов, а лечение было фиксированным фактором.Чтобы контролировать влияние размера тела, анализы основывались на остатках от линейной регрессии общего количества сперматозоидов относительно массы тела мужчины. Сравнения после лечения проводились с использованием критериев согласованной пары Вилкоксона.

Чтобы оценить влияние времени отбора проб на количество выпущенных сперматозоидов, была проведена модель линейных смешанных эффектов (LME) с ограниченным максимальным правдоподобием (REML), где время отбора проб было фиксированным категориальным эффектом, мужской ID — случайным эффектом. , а переменной ответа было общее количество сперматозоидов.Чтобы оценить влияние времени отбора и разведения образца на подвижность сперматозоидов (%) и скорость сперматозоидов (VCL: мкм с -1 ), были выполнены две отдельные модели LME, оснащенные REML. В каждой модели время отбора проб и обработка разбавлением (неразбавленным или разбавленным) были фиксированными категориальными эффектами, мужской идентификатор был случайным эффектом, а переменной ответа был либо процент подвижности, либо скорость сперматозоидов. Перед анализом все данные о процентной подвижности были преобразованы арксинусом с использованием преобразования sin -1 (√x).Масса тела не была включена ни в одну из представленных моделей LME, поскольку масса тела не оказывала значительного влияния на какие-либо переменные ответа (общее количество сперматозоидов, подвижность сперматозоидов или скорость сперматозоидов) при включении в модель в качестве случайного эффекта. Все статистические анализы были выполнены с использованием программного пакета JMP Pro 11.0.0 (SAS Institute Inc. North Carolina, USE). Для всех анализов статистическая значимость была принята на уровне P <0,05.

Результаты

Эксперимент 1: эффект дозы гонадолиберина

Количество сперматозоидов лягушек в ответ на введение 0 мкг г -1 GnRH-a (0%) было значительно ниже, чем при всех других дозах (точные тесты Фишера, P <0.05), которые существенно не отличались друг от друга (0,5, 1, 2, 4, 8 или 16 мкг г -1 GnRH-a; 63–100%; точные тесты Фишера, P> 0,05). В целом общее количество выделенных сперматозоидов значительно различается между группами лечения (критерий Краскела-Уоллиса, χ 2 = 13,708, P = 0,0331), при этом среднее общее количество выделенных сперматозоидов значительно выше (Вилкоксин, P <0,05) в дозе 0,5 мкг г -1 GnRH-a лечение дозой по сравнению с лечением дозой 0 и 16 мкг -1 GnRH-a (рис.2).

Рисунок 2:

Влияние дозы GnRH-a на общее количество выделенных сперматозоидов. Данные представлены как среднее значение ± стандартная ошибка среднего (n = 8–12 на обработку). Отображаемые буквы являются результатом апостериорных тестов Wilcoxin. Методы лечения, использующие одну букву, существенно не отличаются (P> 0,05).

Рисунок 2:

Влияние дозы GnRH-a на общее количество выпущенных сперматозоидов. Данные представлены как среднее значение ± стандартная ошибка среднего (n = 8–12 на обработку). Отображаемые буквы являются результатом апостериорных тестов Wilcoxin.Методы лечения, использующие одну букву, существенно не отличаются (P> 0,05).

Эксперимент 2: влияние дозы ХГЧ

Число лягушек, выделяющих сперму в ответ на 0 МЕ г -1 ХГЧ (0%), было значительно ниже, чем число лягушек, выделяющих сперму в ответ на все другие виды лечения (2,5, 5, 10, 20 или 40 МЕ г — 1 ХГЧ; 100%; Точные тесты Фишера, P <0,05). В целом, среднее общее количество выделенных сперматозоидов значительно различается между группами лечения (критерий Краскела – Уоллиса, χ 2 = 19.454, P = 0,0016), при этом среднее общее количество сперматозоидов значительно выше (Вилкоксин, P <0,05) при дозировке 40 IU g -1 hCG по сравнению с 0, 2,5, 5 и 10 IU g -1 hCG дозовые обработки (рис. 3).

Рисунок 3:

Влияние дозы ХГЧ на общее количество выделенных сперматозоидов. Данные представлены в виде среднего значения ± стандартная ошибка среднего (n = 8–10 на обработку). Отображаемые буквы являются результатом апостериорных тестов Wilcoxin. Процедуры, в которых используется одна буква, существенно не отличаются (P> 0.05).

Рисунок 3:

Влияние дозы ХГЧ на общее количество выпущенных сперматозоидов. Данные представлены в виде среднего значения ± стандартная ошибка среднего (n = 8–10 на обработку). Отображаемые буквы являются результатом апостериорных тестов Wilcoxin. Методы лечения, использующие одну букву, существенно не отличаются (P> 0,05).

Эксперимент 3: влияние времени отбора и разбавления образца

Общее количество сперматозоидов, высвобожденных в ответ на введение 40 МЕ г -1 ХГЧ, значительно отличалось с течением времени (LME; F 13 = 12.131, P <0,0001), при этом пиковое высвобождение сперматозоидов происходит между 1 и 6 часами и неуклонно снижается между 8 и 24 часами после введения гормона (рис. 4a). Процентная подвижность сперматозоидов значительно различалась с течением времени (LME; F 13 = 31,360, P <0,0001), но не была существенно затронута обработкой разбавлением (LME; F 1 = 0,705, P = 0,402). Процент подвижности сперматозоидов (58,1–62,7%) был максимальным между 4 и 10 часами после приема гормонов, снижаясь до менее 25% к 20 часам (рис. 4b). Скорость сперматозоидов значительно различалась с течением времени (LME; F 13 = 28.964, P <0,0001), и на него также значительно повлияла обработка разбавлением (LME; F 1 = 8,537, P = 0,004). Скорость сперматозоидов была максимальной между 4 и 12 часами после введения гормона (24,3–27,2 мкм с -1 ), снижаясь до менее 14 мкм с -1 к 18 часам (рис. 4c). Разбавление суспензии сперматозоидов постоянно приводило к снижению скорости сперматозоидов (рис. 4c).

Рисунок 4:

Влияние времени отбора проб на (A) общее количество выпущенных сперматозоидов, (B) процент подвижности сперматозоидов и (C) скорость сперматозоидов (VCL) в течение 24-часового периода после введения 40 МЕ г — 1 ХГЧ.Данные представлены как среднее значение ± стандартная ошибка среднего (n = 10). Линии отображают () неразбавленные образцы мочи сперматозоидов и () образцы мочи разбавленных сперматозоидов.

Рисунок 4:

Влияние времени отбора проб на (A) общее количество выпущенных сперматозоидов, (B) процент подвижности сперматозоидов и (C) скорость сперматозоидов (VCL) в течение 24 часов после введения 40 МЕ г -1 ХГЧ. Данные представлены как среднее значение ± стандартная ошибка среднего (n = 10). Линии отображают () неразбавленные образцы мочи сперматозоидов и () разбавленные образцы мочи сперматозоидов.

Обсуждение

На сегодняшний день в нескольких исследованиях количественно оценивалась эффективность многократных доз как ГнРГ-а, так и ХГЧ в индукции высвобождения сперматозоидов у амфибий, чтобы установить оптимальные протоколы спермиеводства. Вместо этого исследователи в основном использовали подход «проб и ошибок», который замедлил применение репродуктивных технологий для восстановления исчезающих видов. Результаты настоящего исследования демонстрируют, что спермию можно успешно вызвать в течение естественного периода размножения критически угрожающей лягушки Бурлулонг после введения как ГнРГ-а, так и ХГЧ, но эти гормоны не одинаково эффективны.Оптимальная реакция высвобождения сперматозоидов после введения GnRH-a была достигнута при дозе 0,5 мкг г -1 , при этом 82% мужчин выделяли в среднем 3,5 × 10 6 сперматозоидов. Общее количество выделенных сперматозоидов достигло пика при самой низкой дозе и уменьшалось с увеличением концентрации GnRH-a. Напротив, общее количество сперматозоидов, высвобождаемых в ответ на ХГЧ, увеличивалось с увеличением дозы, с пиком высвобождения сперматозоидов при 25,1 × 10 6 в ответ на введение 40 МЕ г -1 ХГЧ.Важно отметить, что реакция самцов лягушек бурулонг на введение ХГЧ была последовательной (100% -ный ответ на все дозы), а выработка спермы была выше в ответ на все дозы ХГЧ по сравнению с оптимальной концентрацией GnRH-a.

Результаты нашего исследования подчеркивают важность эмпирического тестирования эффективности GnRH-a и hCG в индуцировании спермиевания у земноводных, добавляя к растущему количеству литературы, указывающей, что существуют видоспецифичные различия в ответе на выделение сперматозоидов, вызванном экзогенными гормонами.Недавние исследования показывают, что видоспецифичность оптимального типа гормона может быть предсказана филогенезом, при этом виды из семейств бесхвостых Myobatrachidae и Ranidae, как сообщается, лучше реагируют на GnRH-a (Byrne and Silla, 2010; Calatayud et al., 2016; Silla and Roberts. , 2012; Uteshev et al., 2012), тогда как ряд видов из семейств Limnodynastidae и Bufonidae лучше реагирует на ХГЧ (Kouba et al., 2012; Silla, Roberts, 2012). Настоящее исследование является первым количественным определением реакции спермиев на GnRH-a и hCG у видов из семейства Pelodryadidae.Исследования с другими видами этого семейства (L. aurea, L. caerulea и L. chloris) аналогичным образом показали, что самцы выделяют большое количество сперматозоидов в ответ на ХГЧ (Clulow et al., 2018), однако экспериментальная репликация была низкой ( n = 1–7), а введение GnRH-a не тестировалось. В результате для этих видов не установлены оптимальные протоколы спермиеводства, и необходимы дальнейшие исследования, чтобы убедиться, что виды из семейства Pelodryadidae лучше реагируют на ХГЧ.Подтверждение филогенетических различий в эффективности ХГЧ и ГнРГ-а позволит усовершенствовать протокол для новых видов, чтобы обойти стадию гормонального тестирования. Уточнение протокола затем может быть направлено на улучшение количества и качества сперматозоидов за счет построения кривых доз гормонов и определения оптимального времени сбора образцов.

Важно отметить наш вывод о том, что спермиация улучшалась с увеличением дозы ХГЧ, но снижалась с увеличением дозы ГнРГ-а. Эти результаты предполагают, что самая высокая введенная доза ХГЧ не превышала оптимальных концентраций.В отличие от этого, реакция спермиев после введения GnRH-a достигает пика при самой низкой дозе, а при введении супраоптимальных доз спермиация снижается. Известно, что превышение оптимальных концентраций GnRH-a приводит к десенсибилизации гипофиза и подавлению рецепторов GnRH, что приводит к снижению синтеза и высвобождения ЛГ и снижению стимуляции гонад (Silla and Byrne, 2019). В последнее время проявился интерес к испытаниям использования GnRH-a в комбинации с антагонистами дофамина (DA) в попытке повысить эффективность GnRH-a (Della Togna et al., 2017; Насименто и др., 2015; Vu et al., 2017). Однако на сегодняшний день нет доказательств того, что DA усиливает эффекты GnRH-a, если оптимальные дозы были надлежащим образом установлены (Silla and Byrne, 2019). Например, успешность нереста ни Lithobates pipiens, ни Lithobates catesbeianus не повышается за счет комбинированного введения GnRH-a и DA, причем введение только GnRH-a в оптимальных дозах, как было показано, одинаково эффективно (Nascimento et al., 2015; Vu et al., 2017). Точно так же реакция спермиев L.booroolongensis не улучшается при введении GnRH-a в комбинации с DA домперидоном или метоклопрамидом (неопубликованные данные Silla & Byrne). На сегодняшний день только одно исследование амфибий сообщает о преимуществах использования DA (Della Togna et al., 2017). Важно отметить, что в то время как исследование Atelopus zeteki тестировало диапазон доз GnRH-a (1, 2 и 4 мкг / г GnRH-a), исследователи не тестировали дозу, используемую в комбинации с DA (0,4 мкг / г GnRH-a). изолированно (Della Togna et al., 2017). В результате неясно, действует ли GnRH-a в дозе 0.4 мкг / г вызвали бы сравнимую реакцию спермиев у этого вида. Результаты этих исследований подчеркивают важность всестороннего тестирования репродуктивных гормонов в различных дозах с установлением зависимостей доза-реакция для отдельных гормонов, которые имеют решающее значение до испытания гормональных коктейлей.

Помимо важности определения оптимального типа и дозы гормона для индукции выделения сперматозоидов у данного вида, крайне важно количественно оценить зависящие от времени ответы и определить оптимальное время сбора после введения гормона (Kouba et al., 2012). Эта информация необходима для обеспечения образцов спермы наивысшего количества и качества для максимального успеха оплодотворения во время испытаний искусственного оплодотворения и / или повышения жизнеспособности после хранения, когда образцы спермы должны храниться в холодильнике или криоконсервации (Shishova et al., 2011; Силла и др., 2015; Утешев и др., 2015). Несмотря на важность этой информации, в большинстве проведенных на сегодняшний день исследований спермы использовались только три точки отбора проб в течение 12-часового периода (например,грамм. McDonough et al., 2016; Силла, 2010; Силла и Робертс, 2012; Uteshev et al., 2013), при этом несколько исследований продлевали время сбора сверх 12 часов после приема гормонов или собирали образцы более чем через шесть периодов времени (см. Byrne and Silla, 2010; Della Togna et al., 2017; Kouba et al. ., 2012). Настоящее исследование представляет собой наиболее полный режим отбора проб, использованный на сегодняшний день (13 раз за 24-часовой период), и четко демонстрирует зависящие от времени эффекты на общее количество сперматозоидов, подвижность и скорость сперматозоидов.Межвидовые различия во времени реакции на гормональную терапию могут отражать межвидовые различия в структуре системы спаривания и связанные с этим различия в размере семенников, способности производить сперму и базальных уровнях циркулирующих андрогенов (Silla and Byrne, 2019). Соответственно, оптимальные сроки сбора, вероятно, будут значительно различаться между видами, и это область, требующая внимания исследователей (Silla and Byrne, 2019).

Помимо видоспецифичных различий в оптимальных протоколах индукции гормонов, важно отметить, что амфибии демонстрируют сильные половые различия.Мужские и женские особи значительно различаются как в отношении оптимальных типов / доз гормонов, так и в отношении пикового времени сбора PA. В то время как высвобождение гамет у самцов амфибий лучше всего достигается путем введения одного гормона / дозы, самок может быть труднее вызвать, и обычно им требуются первичные инъекции низких доз перед введением более высокой овуляторной дозы и / или комбинации препаратов. типы гормонов для достижения оптимальных результатов (Browne et al., 2006; Byrne and Silla, 2010; Calatayud et al., 2015; Силла, 2011). Такие различия в протоколах индукции гормонов, вероятно, возникают из-за различий в скорости созревания гамет между полами, в дополнение к различиям в относительной важности секреции ФСГ в регуляции созревания и высвобождения гамет. В частности, созревание гамет у самок происходит медленнее, и гипоталамический синтез и высвобождение высоких уровней как ФСГ, так и ЛГ необходимы для стимулирования вителлогенеза, созревания ооцитов и овуляции (по сравнению с самцами, которые полагаются в первую очередь только на ЛГ как на основной движущий фактор сперматогенеза и спермиация; Ву и Трюдо, 2016).Таким образом, хотя настоящее исследование эффективно определило оптимальный тип гормона / дозу и период сбора PA для самцов лягушек бурулонг, эти протоколы вряд ли приведут к пиковому ответу высвобождения гамет у самок сородичей. Таким образом, следующим важным шагом будет усовершенствование протоколов индукции гормонов для самок лягушек бурулонг. Эти знания обеспечат платформу для максимальных результатов искусственного оплодотворения.

Выводы

Репродуктивные технологии обладают огромным потенциалом для содействия CBP, манипулируя нейроэндокринной системой племенного поголовья, чтобы обойти поведенческие и физические препятствия для естественного воспроизводства, с которыми часто сталкиваются земноводные в неволе.Признавая этот потенциал, репродуктивные технологии все чаще используются для улучшения размножения и генетического управления угрожаемыми амфибиями; однако прогресс был медленным, что в значительной степени было результатом подходов к уточнению протокола, основанных на методе проб и ошибок. Здесь мы сообщаем, что и GnRH-a, и hCG могут быть эффективно использованы для индукции спермиев у критически находящихся под угрозой исчезновения лягушек Booroolong с дозой 40 МЕ ХГЧ, побуждающей 100% самцов выделять большое количество жизнеспособных сперматозоидов.Мы также определяем пиковый период сбора сперматозоидов после введения гормонов и подчеркиваем важность количественной оценки зависящих от времени ответов на видоспецифической основе. Настоящее исследование представляет собой наиболее полное на сегодняшний день исследование гормонально-индуцированной спермии у земноводных как в отношении гормональной терапии, так и в отношении периодов отбора проб PA. Требуются дальнейшие исследования для всесторонней оценки оптимальных протоколов индукции гормонов для большего числа угрожаемых видов земноводных, чтобы ускорить внедрение репродуктивных технологий в CBP и активизировать глобальные усилия по сохранению.

Благодарности

Авторы благодарят сотрудников отдела герпетофауны Австралии Общества охраны природы Таронга, в частности Дина Перселла и Адама Скидмора, за помощь в разведении и выращивании исследуемых животных до их перевода в Университет Вуллонгонга. Дополнительная благодарность Лизе Кио за помощь в разведении амфибий в течение экспериментального периода. Этот исследовательский проект был проведен при консультации с сотрудником Управления здравоохранения по борьбе с угрожаемыми видами д-ром Дэвидом Хантером.

Финансирование

Это исследование финансировалось Экологическим трастом Нового Южного Уэльса (грант № 2012 / RD / 0105) и Австралийским исследовательским советом (грант связи LP140100808).

Вклад авторов

A.S. и П. задумал исследование и спланировал эксперименты. М.М. разводили и выращивали исследуемых животных до половой зрелости. В ВИДЕ. собрал данные. В ВИДЕ. и П. провели статистический анализ. В ВИДЕ. написал рукопись при участии П.Б. и М.

Список литературы

Анстис

M

(

2013

)

Головастики и лягушки Австралии

.

New Holland Publishers

,

Сидней, Австралия

.

Browne

RK

,

Seratt

J

,

Vance

C

,

Kouba

A

(

2006

)

Гормональная прайминг, индукция овуляции жаба (Bufo baxteri)

.

Репрод Биол Эндокринол

4

:

34

.

Byrne

PG

,

Silla

AJ

(

2010

)

Гормональная индукция высвобождения гамет и экстракорпорального оплодотворения у находящихся под угрозой исчезновения южных лягушек-корробори, Pseudophryne

corroboree.

Репрод Биол Эндокринол

8

:

144

.

Калатаюд

NE

,

Gardner

N

,

Shier

DM

(

2016

).Разведение и реинтродукция горной желтоногой лягушки (Rana muscosa) в неволе. Годовой отчет за 2016 г., Зоопарк Сан-Диего, Отдел прикладной экологии животных Института природоохранных исследований, Эскондидо, Калифорния

Калатаюд

NE

,

Langhorne

CJ

,

Mullen

AC

,

Williams

CL

Smith

T

,

Bullock

L

,

Kouba

AJ

,

Willard

ST

(

2015

)

Гормональная праймация и гибернация в двурядных яйцекладах )

.

Териогенология

84

:

600

607

.

Ceballos

G

,

Ehrlich

PR

,

Barnosky

AD

,

García

A

,

Pringle

RM

000

Palmer

Palmer

Palmer современные антропогенные потери видов: вступление в шестое массовое исчезновение

.

Sci Adv

1

:

e1400253

.

Clulow

J

,

Pomering

M

,

Herbert

D

,

Upton

R

,

Calatayud

N

,

Mah0009000

Mah0009000

000 Mah8 9000

Trudeau

VL

(

2018

)

Различный успех в получении гамет между самцами и самками австралийских лягушек умеренного климата с помощью гормональной индукции: обзор

.

Gen Comp Endocrinol

265

:

141

148

.

Clulow

J

,

Trudeau

VL

,

Kouba

AJ

(

2014

) Упадок амфибий в двадцать первом веке: зачем нам нужны вспомогательные репродуктивные технологии, репродуктивные науки в сохранении животных: , pp 275–316

Della Togna

G

,

Trudeau

VL

,

Gratwicke

B

,

Evans

M

,

Augustine

L

, Ch. Bronikowski

EJ

,

Murphy

JB

,

Comizzoli

P

(

2017

)

Влияние гормональной стимуляции на концентрацию и качество экскретируемых сперматозоидов у зверобоязненных особей златокрылых особей 9000, находящихся под угрозой исчезновения .

Териогенология

91

:

27

35

.

Harding

G

,

Griffiths

RA

,

Pavajeau

L

(

2016

)

Развитие программ разведения и реинтродукции амфибий в неволе

.

Консерв Биол

30

:

340

349

.

Hunter

D

(

2007

)

Управление сохранением двух видов лягушек, находящихся под угрозой исчезновения, на юго-востоке Нового Южного Уэльса, Австралия

.

Университет Канберры Канберра

,

Австралия

.

Hunter

D

,

Smith

MJ

(

2013

)

Многоуровневая оценка среды обитания находящейся под угрозой исчезновения камышовой лягушки (Litoria booroolongensis): последствия для управления видами, находящимися под угрозой исчезновения, в сельском ландшафте юго-восточной Австралии

.

Herpetol Conserv Biol

8

:

122

130

.

Keogh

L

,

Byrne

PG

,

Silla

AJ

(

2017

a)

Влияние антиоксидантов на активацию подвижности сперматозоидов у бурой лягушки

.

Anim Reprod Sci

183

:

126

131

.

Keogh

LM

,

Byrne

PG

,

Silla

AJ

(

2017

b)

Влияние гентамицина на подвижность сперматозоидов и численность бактерий во время хранения охлажденных

000 сперматозоидов.

Gen Comp Endocrinol

243

:

51

59

.

Kouba

A

,

Vance

C

,

Willis

E

(

2009

)

Искусственное удобрение для сохранения амфибий: современные знания и перспективы

.

Териогенология

71

:

214

227

.

Kouba

AJ

,

Delbarco-Trillo

J

,

Vance

CK

,

Milam

C

,

Carr

M

M

9000 9000

9000 9000

и рилизинг-гормон лютеинизирующего гормона на индукцию спермиации и амплексуса у американской жабы (Anaxyrus americanus)

.

Репрод Биол Эндокринол

10

:

59

.

McDonough

CE

,

Martin

MW

,

Vance

CK

,

Cole

JA

,

Kouba

AJ

(

горм. самец жабы охотничьей (Bufo fowleri)

.

Reprod Fertil Dev

28

:

995

1003

.

Nascimento

NF

,

Silva

RC

,

Valentin

FN

,

Паес

MdCF

,

De Stéfani

O MV

000

000

000

000

000

000 Эффективность ацетата бусерелина в сочетании с антагонистом дофамина для индукции нереста у лягушки-быка (Lithobates catesbeianus)

.

Aquaculture Res

46

:

3093

3096

.

Шишова

N

,

Утешев

В

,

Каурова

S

,

Браун

R

,

Гахова

E

находящихся под угрозой исчезновения амфибий с Rana temporaria в качестве модельного вида для исследований

.

Териогенология

75

:

220

232

.

Силла

AJ

(

2010

)

Влияние высвобождающего гормона лютеинизирующего гормона и аргинин-вазотоцина на реакцию высвобождения сперматозоидов у жабы Гюнтера, Pseudophryne guentheri

.

Репрод Биол Эндокринол

8

:

139

.

Силла

AJ

(

2011

)

Влияние примирующих инъекций высвобождающего лютеинизирующего гормона гормона на спермию и овуляцию у жабы Гюнтера, Pseudophryne guentheri

.

Репрод Биол Эндокринол

9

:

68

.

Силла

AJ

,

Бирн

PG

(

2019

)

Роль репродуктивных технологий в программах сохранения земноводных

.

Annu Rev Anim Biosci

7

:

10,1

10,21

.

Silla

AJ

,

Keogh

LM

,

Byrne

PG

(

2015

)

Доступность антибиотиков и кислорода влияет на кратковременное хранение сперматозоидов из критически угрожаемых видов животных, находящихся под угрозой исчезновения. .

Reprod Fertil Dev

27

:

1147

1153

.

Silla

AJ

,

Keogh

LM

,

Byrne

PG

(

2017

)

Активация подвижности сперматозоидов у находящихся под угрозой исчезновения лягушек буролонг: действие ингибиторов осмолисторазы средней концентрации

Reprod Fertil Dev

29

:

2277

2283

.

Silla

AJ

,

McFadden

M

,

Byrne

PG

(

2018

)

Гормонально-индуцированный нерест находящихся под угрозой исчезновения северных лягушек-корроборилей 9000 Pengilryne.

Reprod Fertil Dev

. . в прессе.

Silla

AJ

,

Roberts

JD

(

2012

)

Изучение характера реакции спермиев восьми австралийских лягушек, которым вводили хорионический гонадотропин человека (ХГЧ) и лютеинизирующий гормон LHA (

H).

Gen Comp Endocrinol

179

:

128

136

.

Тайлер

M

,

Knight

F

(

2011

) Полевой справочник по лягушкам Австралии: исправленное издание. CSIRO ИЗДАТЕЛЬСТВО.

Утешев

В

,

Каурова

S

,

Шишова

N

,

Столяров

S

,

Browne

R

,

000

000 9000

Gakhova Экстракорпоральное оплодотворение гормонально индуцированной спермой и яйцеклеткой острореберных тритонов Pleurodeles waltl

.

Русс Дж. Херпетол

22

:

35

40

.

Утешев

В

,

Шишова

N

,

Каурова

S

,

Манохина

A

,

Гахова

E

гормональная криосохранение

индуцированная криосохранение

криосохранение лягушка (Pelophylax lessonae)

.

Русс Дж. Херпетол

20

:

105

109

.

Утешев

VK

,

Shishova

NV

,

Каурова

SA

,

Browne

RK

,

Gakhova

EN

temporaria и Bufo bufo как ануран модели

.

Reprod Fertil Dev

24

:

599

607

.

Vu

M

,

Trudeau

VL

(

2016

)

Нейроэндокринный контроль нереста у земноводных и его практическое применение

.

Gen Comp Endocrinol

234

:

28

39

.

Vu

M

,

Weiler

B

,

Trudeau

VL

(

2017

)

Временные и дозозависимые эффекты агониста гонадотропин-высвобождающего гормона в составе северного антагониста репродукции дофамина Леопардовая лягушка (Lithobates pipiens)

.

Gen Comp Endocrinol

254

:

86

96

.

© Автор (ы) 2019. Опубликовано Oxford University Press и Общества экспериментальной биологии.

Это статья в открытом доступе, распространяемая в соответствии с условиями лицензии Creative Commons Attribution License (http://creativecommons.org/licenses/by/4.0/), которая разрешает неограниченное повторное использование, распространение и воспроизведение на любом носителе при условии, что оригинал работа правильно процитирована.

Показатели фертильности овец, получавших медроксипрогестерон и которым вводили хорионический гонадотропин лошади плюс хорионический гонадотропин человека в сезон анестезии. с ацетатом медроксипрогестерона (MAP) для синхронизации течки у овцематок.Девяносто овец текселя были исследованы во время сезонного анестезии. Овцы получали интравагинальные губки, содержащие MAP (60 мг) в течение девяти дней. На момент извлечения губок овцы были разделены на три группы (G): (1) получали 2 мл физиологического раствора внутримышечно. (𝑛 = 30), (2) прием ЭКГ 400 МЕ внутримышечно. (𝑛 = 30), и (3) получение ЭКГ 400 МЕ плюс ХГЧ 200 МЕ внутримышечно. (𝑛 = 30). Через двенадцать часов после удаления губок таранов использовали для проверки течки и оставались с овцами в течение 96 часов. Искусственное осеменение производили свежей спермой через 10 ч после выявления течки.Эффект лечения не был значительным для показателей эстральной активности в группах: 73%, 90% и 86% соответственно. Основной эффект наблюдался в показателях стельности и окота в группах: 70%, 86%, 56% и 80%, 120%, 56% соответственно. Основываясь на этих результатах нашего исследования, использование MAP-eCG является лучшим выбором для повышения фертильности овец.

1. Введение

Первая услуга по искусственному осеменению (ИО) овец в Бразилии была предложена советом по сельскому хозяйству штата Риу-Гранди-ду-Сул в 1940 году [1].

Синхронизация течки и овуляции создает возможность для проведения искусственного осеменения в группах овец в течение заранее определенного времени. Синхронизация эстра практиковалась в течение последних нескольких десятилетий, когда многие протоколы, различающиеся по степени успеха, основывались на использовании интравагинальных прогестагенов, вводимых на срок от 7 до 14 дней, с последующей инъекцией гонадотропина при удалении устройств и введении тизер-барана [2–5].

Braden and Moule [6] и Hunt et al.[2] зарегистрировали, что обработка eCG-hCG вызвала значительные различия в овуляторной реакции и, как следствие, низкую фертильность среди овец в сезон анэструса. В [7] Cline et al. П.Г. 600, по-видимому, не улучшили предсказуемость интервалов от отмены прогестагена до течки и овуляции у овец во время репродуктивного сезона. Фактически, П.Г. 600, по-видимому, снижает предсказуемость по сравнению с Syncro-Mate-B + лошадиным хорионическим гонадотропином (ЭКГ).

Menchaca и Rubianes [8] достигли 75% частоты наступления беременности при спаривании барана после применения интравагинальных губок, содержащих медроксипрогестерон [MAP (60 мг)] в течение шести дней, связанных с дозой 400 МЕ экГ во время удаления губок во время сезонный анэструс.Доган и Нур [9] получили 76,5% беременностей с ИИ в фиксированное время после использования протокола MAP-PMSG в период отсутствия размножения у овец Кивирчик. Husein и Ababneh [10] зарегистрировали 42,9% течки и 41,7% фертильности после использования MAP у несезонных овец. Todini et al. [11] и Husein et al. [12] связали частоту наступления беременности и окота (11/12), рожденных ягнят (13), плодовитость (1,08 ± 0,2) и плодовитость (1,18 ± 0,1) после использования протокола FGA-eCG с синхронизацией течки -сезонные овцы.Moeini et al. [13] применили CIDR-eCG у несезонных овец и получили 72,5% течки и 60,2% плодовитости.

Barrett et al. [14] и Simonetti et al. [15] пришли к выводу, что введение 500 МЕ ЭКГ после 12 дней лечения прогестагеном увеличивало концентрацию эстрадиола в сыворотке крови в периовуляторный период, особенно у овцематок с анэструсом; это, вероятно, привело к синхронной течке и овуляции у анестезных овец.

Целью данной статьи было исследование эффективности губок MAP в сочетании с хорионическим гонадотропином лошади (eCG) плюс хорионический гонадотропин человека (hCG) для синхронизации эстра у овец и их фертильности.

2. Материалы и методы

Настоящее исследование проводилось на овцеводческой ферме, расположенной в городе Куритибанос, штат Санта-Катарина, на юге Бразилии, с сентября по декабрь. Девяносто овец тексель в возрасте от двух до четырех лет в хорошем состоянии были исследованы во время сезона анэструса.

Все овцы получали интравагинальные губки, пропитанные 60 мг MAP (Pfizer, Paulinia, Brazil), в течение девяти дней. На момент извлечения губок овцематки были разделены на три группы (G): (1) (контроль) получали 2 мл физиологического раствора i.м. (𝑛 = 30), (2) прием ЭКГ 400 МЕ (Intervet, Сан-Паулу, Бразилия) внутримышечно. (𝑛 = 30), (3) прием ЭКГ 400 МЕ плюс 200 МЕ ХГЧ (Intervet, Сан-Паулу, Бразилия) внутримышечно (𝑛 = 30). Через двенадцать часов после удаления губок окрашенные тараны-дразнилки использовали для проверки течки и оставались с овцами в течение 96 часов. В это время течка регистрировалась каждые 3 часа.

Сперма, использованная для осеменения, была собрана у двух здоровых баранов методом искусственного влагалища [16]. Сразу после сбора в мерную трубку 0.При делении 1 мл оценивалась эякуляция, и анализировались только те, у которых объем более 0,5 мл и под фазово-контрастным микроскопом (Olympus BX41TF, Токио, Япония), с учетом волновой подвижности ≥3 (оценка от 0 до 5) прогрессивная подвижность выше 75% и сила роста ≥3 (от 0 до 5 баллов) по данным Бразильского колледжа репродукции животных [17]. Перед одноэтапным разбавлением при 30 ° C в сперме доводили концентрацию 600 × 106 жизнеспособных сперматозоидов / мл. Разбавитель, состоящий из стерилизованного коровьего обезжиренного молока, добавил 1% глюкозы (Merk, Дармштадт, Германия), 1000 МЕ пенициллина натрия G (Biochimico, Рио-де-Жанейро, Бразилия) и 1000 мкг / мл дигидрострептомицина сульфата (Biochimico, Рио-де-Жанейро, Бразилия). Бразилия).После разбавления сперму хранили при комнатной температуре.

AI был сделан с 0,25 мл, содержащим 150 × 106 сперматозоидов на дозу, с разбавленной свежей спермой интрацервикальным методом [18], через 10 часов после выявления эстрального кровотока.

Через пять дней после искусственного осеменения овец подвергали ультразвуковому исследованию с помощью ультразвукового аппарата (Scanner 485, Pie Medical Inc., Маастрихт, Голландия), оснащенного ректальным линейным датчиком 8 МГц, используемым для сканирования яичников и проверки желтого тела. присутствие [19, 20].

Диагноз беременности был поставлен на овце в положении стоя через сорок дней после искусственного осеменения. Сканирование выполняли с помощью ультразвукового аппарата (Scanner 485, Pie Medical Inc., Маастрихт, Голландия), оснащенного внешним конвексным преобразователем с частотой 5 МГц и принтером. Количество ягнят подтверждено после окота.

Средние значения начала течки, продолжительности периодов течки, реакции эстра, числа желтого тела, частоты наступления беременности и числа ягнят были проанализированы с помощью дисперсионного анализа; апостериорные сравнения были сделаны с использованием критерия Тьюки.Статистическая значимость была определена как <0,05.

3. Результаты и обсуждение

Результаты, полученные в настоящем исследовании, которые представлены в Таблице 1, показывают, что процент эстральных течений не был значимым между G2 и G3, но был между обработками G2 и G1 (<0,025 ). Эти результаты частично согласуются с результатами, полученными Доганом и Нуром [9], которые получили 76,5% беременностей с ИИ в фиксированное время после использования протокола MAP-PMSG в период отсутствия размножения. Эта небольшая разница может быть связана с методами искусственного интеллекта и другими вариантами, а также с окружающей средой и породой овец.


Параметры Лечение (группа)
MAP + физиологический раствор (G1) MAP + eCG (G2) MAP + eCG + hCG (G3)

Ewes подверглись воздействию 30 30
Эстра (%) 1 22 (73,33) b 27 (90,00) a 26 (86,66) a
Начало эстра после удаления губки h (±) 2 27.06 (17,46) b 37,76 (13,39) a 40,83 (23,45) c
Продолжительность течки ч (±) 22,93 (14,26) 26,46 (9,36) 21,13 (9,93) 900 9,9390

желтые тела / Группа (±) 23,80 (14,32) 28,97 (10,41) 19,31 (10,02)
Частота беременностей (%) 21 (70,00) ab 26 (86,66) a 17 (56,66) b
Двойной окот (%) 3 (10.00) b 10 (33,33) a 0
Ягненок (%) 24 (80,00) b 36 (120,00) a 17 (56,66) c

a, b, c означает в одной строке с разными надстрочными индексами, что указывает на значительную разницу (P <0,05).
1Проценты.
2Среднее значение и стандартное отклонение.

G2 значительно превосходил (<0,013) G1 и G3 в отношении интервала между началом течки и удалением губок.Эти данные согласуются с результатами, полученными Dogan и Nur [9], Cline et al. [7], и Husein et al. [12]. В частности, в G3 была обнаружена высокая изменчивость среди овец, что подтверждается очень высоким стандартным отклонением. Этот факт не улучшил оплодотворяемость овец и управление воспроизводством в безэстрозный период (Таблица 1).

Что касается продолжительности эстрального цикла, эти данные не являются статистически значимыми среди групп, но данные G2 совместимы с результатами, описанными Доганом и Нуром [9].

Число желтых тел, обнаруженное в каждой группе, не отличалось между группами.

По частоте наступления беременности G2 статистически превосходила G3 (<0,049). Результаты, полученные с помощью G2, согласуются с результатами, полученными Menchaca и Rubianes [8] и Husein et al. [12]. Небольшая частота наступления беременности из G3 (56,66%) указывает на непредсказуемость интервалов от удаления губки до течки и овуляции. Это открытие несовместимо с данными, описанными Braden и Moule [6], Hunt et al.[2] и Cline et al. [7]. Эти авторы добавили ХГЧ в протокол для синхронизации эстра в течение репродуктивного сезона. В нашем исследовании ХГЧ (G3) использовался вне сезона с целью улучшения овуляции. Данные, полученные в G1 (контроль), были лучше, чем в G3, что согласуется с результатами Husein и Ababneh [10]. Анализ таблицы 1 показал, что в G3 большая разница между частотой течки (86,66%) и беременностью (56,66%) подтверждает низкий уровень овуляции и желтого тела на яичниках овец, представленных протоколу MAP + eCG + hCG.

Количество рожденных ягнят (<0,0007) и количество ягнят близнецов (<0,05) было выше в G2, чем в G1 и G3 (Таблица 1). Эти результаты аналогичны результатам, полученным Husein et al. [12] и Todini et al. [11]. Что касается G3, небольшое количество рожденных ягнят было связано с добавлением ХГЧ в протокол; это согласуется с выводами, описанными Braden и Moule [6], Hunt et al.